Kopia_METOD_PIRAMIDA

Міністерство освіти і науки України
Львівський національний університет імені Івана Франка










ФІЗІОЛОГІЯ РОСЛИН
Навчальний практикум
для студентів біологічного факультету












Львів
2005
УДК 581.1




У практикумі описуються лабораторні роботи з основних розділів курсу „Фізіології рослин”. До кожного заняття подається грунтовне теоретичне обгрунтування, детально описується принцип і хід роботи.





Рецензенти:
докт. біол. наук Т.В.Паршикова,
докт. біол. наук Г.Т. Криницький

Відповідальний за випуск:
Професор О.І.Терек






©Романюк
Цвілинюк
Микієвич
Терек


ЗМІСТ
Розділ І. Фізіологія рослинної клітини. клітина як осмотична система


Робота 1
Явище плазмолізу та деплазмолізу в рослинних клітинах
11

Робота 2
Дослідження проникності плазмалеми і тонопласта
13

Робота 3
Вплив рН зовнішнього розчину на проникність плазмалеми
15

Робота 4
Прискорений метод визначення життєздатності насіння
16

Робота 5
Виготовлення "штучної" клітини Траубе
18

Робота 6
Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом
20

Робота 7
Визначення всисної сили рослинних тканин методом струминок (за методом Шардакова)
22

Контрольні запитання
24

Розділ ІІ. Водний режим рослин


Робота 8
Визначення вмісту води у різних частинах рослин
26

Робота 9
Визначення інтенсивності транспірації та відносної транспірації
27

Робота 10
Спостереження явища гутації
30

Контрольні запитання
31

Розділ ІІІ. Фотосинтез


Робота 11
Виділення суміші пігментів листка. Дослідження фізико-хімічних властивостей пігментів
33

Робота 12
Визначення вмісту каротину в рослинах (за методом Попандопуло)
38

Робота 13
Фотометричний метод кількісного визначення пігментів
40

Робота 14
Кількісне визначення феофітину a та b
43

Робота 15
Виявлення та оптичні властивості фікобілінів
45

Робота 16
Абсорбційна здатність каротиноїдів і флавоноїдів, що містяться у квітах
47

Робота 17
Виявлення хлорофілу за наявності антоціанів
48

Робота 18
Вплив рН середовища на колір антоціанів
49

Робота 19
Фотосенсибілізуюча дія хлорофілу на реакцію перенесення водню
50

Робота 20
Реакція Хілла
53

Робота 21
Визначення інтенсивності фотосинтезу
55

Робота 22
Фотосинтез та утворення крохмалю у листкових дисках пеларгонії
58

Робота 23
Визначення стану продихів методом відбитків
60

Робота 24
Перерозподіл калію, пов’язаний із рухами продихів
62

Контрольні запитання
64

Розділ ІV. Дихання рослин


Робота 25
Виявлення дихальних ензимів у рослинних об’єктах
66

Робота 26
Визначення величини дихального коефіцієнта
68

Робота 27
Визначення інтенсивності дихання (за методом Бойсен-Йенсена)
70

Робота 28
Визначення активності каталази в різних рослинних об’єктах за методом Баха та Опаріна
72

Контрольні запитання
74

Розділ V. Мінеральне живлення


Робота 29
Визначення загальної робочої і неробочої адсорбційної поверхні кореневої системи рослин
76

Робота 30
Вплив катіонів та аніонів на набрякання колоїдів усередині та поза клітиною
79

Робота 31
Вирощування рослин методом водної культури. Вивчення впливу окремих макроелементів із поживної суміші на ріст рослин
82

Робота 32
Вплив фізіологічно кислих та лужних солей на ріст рослин
84

Робота 33
Мікрохімічний аналіз золи рослин
86

Робота 34
Хімічний аналіз клітинного соку рослин (за К.П.Магницьким)
90

Робота 35
Виявлення нітратів у рослинах
93

Контрольні запитання
95

Розділ VІ. Ріст і розвиток рослин


Робота 36
Визначення зон росту кореня і стебла нанесенням позначок
96

Робота 37
Виявлення інтеркалярного і базального типів росту у рослин
97

Робота 38
Вивчення впливу стимуляторів і інгібіторів росту на проростання насіння та початкові етапи росту рослин

99

Робота 39
Значення листків для утворення додаткових коренів
101

Робота 40
Вплив нафтилоцтової кислоти на вкорінення живців квасолі
102

Робота 41
Виявлення селективної дії на рослини 2,4-дихлор-феноксиоцтової кислоти (2,4-Д)

103

Робота 42
Дослідження впливу ІОК на ріст коренів проростків гірчиці
105

Робота 43
Вплив цитокінінів на приріст маси сім’ядоль огірка
107

Робота 44
Виявлення амілази в насінні, що проростає
109

Робота 45
Вплив світла на проростання насіння
111

Робота 46
Вплив цитокінінів на збереження хлорофілу у відрізаних листках
117

Робота 47
Дія водного витягу дріжджів на вкорінення листкових живців кімнатних рослин
114

Робота 48
Спостереження явища алелопатії
116

Робота 49
Спостереження за явищем фототропізму у молодих проростків злаків
118

Контрольні запитання
119

Розділ VII. Стійкість рослин


Робота 50
Захисний вплив цукрів на цитоплазму при заморожуванні
121

Робота 51
Вплив розчинів із різним осмотичним потенціалом на проростання і ріст проростків
123

Робота 52
Визначення жаростійкості рослин за методом Мацкова
124

Робота 53
Інгібування катехолоксидази в бананах важкими металами
126

Робота 54
Визначення активності перекисного окиснення ліпідів в рослинних тканинах за утворенням малонового диальдегіду
129

Контрольні запитання
131

Додаток
133

Словник ключових термінів
145

Список використаної літератури
159

ПРАВИЛА БЕЗПЕКИ ПІД ЧАС РОБОТИ В ЛАБОРАТОРІЇ
Робота в хімічних та фізіолого-біохімічних лабораторіях у тій чи іншій мірі наражає працюючих на отруєння хімічними реактивами, їхніми парами, а також на опіки концентрованими кислотами або лугами. В таких лабораторіях, унаслідок необережної поведінки з легкозаймистими речовинами, можна спричинити вибух чи пожежу. З огляду на це кожен студент має дотримуватися вимог основних правил безпеки праці.
До занять допускаються студенти в білих бавовняних халатах.
Забороняється тримати портфелі, сумки та інші сторонні предмети на лабораторних столах.
У лабораторії дозволено виконувати лише ті досліди, які передбачені календарним планом.
Усі прилади у лабораторії можна вмикати лише з дозволу викладача.
У приміщенні лабораторії слід підтримувати зразкову чистоту та порядок.
Заборонено пити з лабораторного посуду, а також вживати їжу в лабораторії. Забороняється споживати дослідне насіння з огляду на те, що воно попередньо оброблене фунгіцидами.
Відразу після закінчення роботи необхідно вимити посуд і розмістити його для просушування у спеціально відведеному для цього місці.
Після роботи студент зобов’язаний прибрати своє робоче місце і здати його черговому.
Усі роботи з леткими, отруйними речовинами потрібно проводити у витяжних шафах із ввімкненою тягою.
Під час роботи з легкозаймистими речовинами (ефіри, спирти, бензол, ацетон) слід бути особливо обережними. З ними потрібно працювати під тягою на відстані від відкритого вогню, нагрівати тільки на водяних банях.
Концентровані кислоти, луги, легкозаймисті речовини зберігають у закритому посуді далеко від відкритого полум’я, у витяжній шафі.
Луги, кислоти, інші їдкі та отруйні речовини не можна затягувати в піпетку ротом. Для цього користуються гумовими грушами або спеціальними пристроями.
Розбавляючи концентровані кислоти, особливо сірчану, їх слід вливати тонким струменем у воду (а не навпаки!), постійно помішуючи. Розчини кислот готують у фарфоровому або скляному термостійкому посуді.
При зважуванні твердих реактивів не можна насипати їх безпосередньо на чашку ваг. Негігроскопічні солі можна зважувати на пергаментному папері або у спеціальних чашках для зважування. Для зважування реактивів на аналітичних вагах використовують скляний посуд.
З метою уникнення забруднення реактивів не дозволяється набирати розчин з основного посуду піпеткою. Потрібну кількість розчину слід відлити у мірний циліндр або хімічний стакан. Надлишок, що залишився, не виливають в основний посуд.
Наливаючи реактиви, не можна нахилятися над посудом, щоб бризки не потрапили на обличчя та одяг.
Нагріваючи хімічний посуд з розчинами, не слід спрямовувати їхній отвір на себе чи колег.
Щоб визначити запах речовини, струмінь повітря спрямовують легким порухом долоні в напрямку до себе, водночас не потрібно вдихати повітря на повні груди.
Заборонено виливати в раковину залишки лугів, кислот, легкозаймистих рідин, викидати туди тверді речовини (папір, пісок, сірники тощо).
Не можна запалювати газ поряд із робочим місцем сусіда, попередньо не з’ясувавши з чим він працює.

ПЕРША ДОПОМОГА ПРИ ТРАВМАХ І ОТРУЄННЯХ
У випадку будь-якого нещасного випадку студенти зобов’язані негайно повідомити викладача або відповідальних працівників кафедри.
Якщо реактиви потрапили на тіло, їх потрібно змити великою кількістю проточної води, а потім нейтралізувати. Кислоти нейтралізують 3-5%-ним NaHCO3, а луги – 2-3%-ним розчином оцтової або щавлевої кислот і знову водою. При ураженні кислотою слизової оболонки рота або очей їх обробляють 3-5%-ним розчином гідрокарбонату натрію.
Якщо на тіло потрапили органічні речовини, які нерозчинні у воді, їх змивають великою кількістю розчинника цієї речовини, а потім промивають етиловим спиртом і змащують кремом.
У разі поранення битим скляним посудом, рану насамперед очищають від уламків скла стерильним пінцетом або стерильною марлею, зупиняють кровотечу, очищають поверхню шкіри навколо рани від бруду і обробляють краї рани антисептиком (напр., розчином йоду). У випадку сильної кровотечі накладають стискаючу пов’язку (джгут) вище рани для припинення кровотечі, накривають рану стерильним перев’язувальним матеріалом і викликають лікаря.
У разі отруєння газом потерпілого слід негайно вивести на свіже повітря, напоїти великою кількістю молока і забезпечити спокій.
У разі ураження струмом, до прибуття лікаря, потерпілому забезпечують повний спокій і надходження свіжого повітря. Якщо порушене дихання і серцева діяльність, необхідно вдатися до штучного дихання та непрямого масажу серця і не припиняти цих дій до повного відновлення функцій або до прибуття медпрацівників.
У разі опіку гарячими предметами обпечене місце змочують розчином перманганату калію, етанолом або прикладають вату, зволожену рідиною від опіків. При сильних опіках слід негайно звернутися до лікаря.
Якщо у лабораторії спалахнув бензин, спирт чи інша легкозаймиста речовина, то полум’я слід засипати піском, накрити негорючою тканиною або застосувати вогнегасник. Людину, на якій зайнявся одяг, швидко і щільно закутують у протипожежну ковдру, щоб загасити полум’я.

РОЗДІЛ І. ФІЗІОЛОГІЯ РОСЛИННОЇ КЛІТИНИ. КЛІТИНА ЯК ОСМОТИЧНА СИСТЕМА



Робота 1
Явище плазмолізу та деплазмолізу в рослинних клітинах
Плазмоліз – явище відокремлення протопласта від оболонки рослинної клітини, яке властиве лише для живих, функціонально цілісних клітин. Причиною плазмолізу є зменшення об’єму протопласта внаслідок виходу води у гіпертонічному середовищі. Процес повернення плазмолізованої клітини до вихідного стану називається деплазмолізом, відбувається у гіпотонічному середовищі. На початковому етапі плазмолізу при великому збільшенні мікроскопа можна побачити тоненькі тяжі цитоплазми – плазмодесмові нитки або нитки Хехта, що свідчить про в’язкість та елас-тичність цитоплаз-ми.
Залежно від в’язкості цитоплаз-ми можна спосте-рігати різні форми плазмолізу (рис. 1). При невеликій в’я-зкості-опукла фор-ма плазмолізу, при вищій – увігнута, а при високій – су-домна форма плазмолізу. Форма і час настання плазмолізу залежать також і від природи йонів плазмолітика, оскільки вони здатні змінювати в’язкість цитоплазми рослинних клітин. Катіони К+ як компонент плазмолітика спричиняють набрякання та розрідження цитоплазми, а Са2+, навпаки, її ущільнення. По-різному діють на процес набрякання колоїдів цитоплазми й аніони. З колоїдної хімії відомий ліотропний ряд: цитрат < тартрат < сульфат < ацетат < хлорид < нітрат < йодид < роданід. Цитрат спричиняє найменше набрякання цитоплазми, а роданід – найбільше.
Мета роботи: визначити умови проходження плазмолізу та деплазмолізу в рослинних клітинах.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп; предметні і накривні скельця; препарувальні голки; скальпель; пінцет; фільтрувальний папір; скляна паличка; 1 М розчини плазмолітиків – KNO3, Ca(NO3)2, KCl, KCNS, цибуля з пігментованими лусками або червона капуста, листя традесканції.
Хід виконання роботи
Готують препарати епідермісу лусочок цибулі (листків червоної капусти чи традесканції), що містить антоціани. Поміщають їх у краплину води на предметне скло, накривають накривним скельцем і розглядають під мікроскопом. Знаходять недеформовані, інтенсивно пігментовані клітини. Зарисовують фрагмент поля зору.
Міняють воду, в якій знаходиться препарат, на розчин Ca(NO3)2. Для цього фільтрувальним папером з одного боку накривного скельця відтягують воду, а з протилежного боку скляною паличкою наносять краплю плазмолітичного розчину. Поступово, через 1-4 хв, речовина почне надходити в клітину.
Спостерігають за роз-витком різних форм плаз-молізу. Зарисовують клі-тини в стані плазмолізу.
Піпеткою біля нак-ривного скельця наносять кілька крапель води і фільтрувальним папером 3-4 рази “протягують” воду через препарат. Спостерігають явище деплазмолізу.
Міняють воду на розчини інших плазмолітиків. При дії йо-нів калію розглядають явище “ковпачкового” плазмолізу, як наслідок збільшення об’єму цитоплазми, спричиненого зда-тністю цих йонів розріджувати її (див. рис.2). К+-йони легко проникають у цитоплазму через плазмалему і значно повіль-ніше проходять у вакуолю. Цитоплазма, набрякає і збільшуєть-ся в об’ємі. Навколо вакуолі утворюються, т. зв. “ковпачки”.
Порівняти форми плазмолізу, спричинені 1М KNO3 , 1М Ca(NO3)2, 1М KCl, 1М K(CNS). Зарисувати клітини епідермісу у розчинах цих солей. Зробити висновок про характер впливу різних катіонів та аніонів на форму та час плазмолізу.


Робота 2
Дослідження проникності плазмалеми і тонопласта
Цитоплазматична мембрана та тонопласт (вакуолярна мембрана) володіють різною проникністю для речовин. У цьому легко переконатися спостерігаючи явище ковпачкового плазмолізу, спричинене гіпертонічним розчином KNO3 з барвником еозином. Через кілька хвилин впливу досліджуваного розчину виявляють типовий плазмоліз унаслідок зменшення об’єму вакуолі та цитоплазми. Спершу цитоплазма, як звичайно, оточує вакуолю тонким шаром, але досить швидко, в результаті надходження через плазмалему йонів К+, вона набрякає (розріджується) і збільшується в об’ємі. Утворюються “ковпачки” рожевуватого відтінку, завдяки еозину. Створюється враження деплазмолізу, однак розміри вакуолі не змінюються. Через 1-1,5 год руйнуються плазмалема і мембрана ядра, цитоплазма і ядро починають відмирати, забарвлюються в яскраво-рожевий колір.
Мета роботи: порівняти проникність тонопласта і плазмалеми для КNO3.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп; предметні і накривні скельця; препарувальні голки; скальпель; пінцет; фільтрувальний папір; скляна паличка; 10%-ний розчин KNO3, підфарбований еозином; цибуля.
Хід виконання роботи
Готують препарат з епідермісу безбарвної цибулі. Для цього скальпелем на лусці цибулини роблять надріз і пінцетом здирають епідерміс. Отриманий зразок занурюють у краплю води на предметному склі та накривають накривним скельцем.
При малому збільшенні мікроскопа розглядають і зарисовують клітини епідермісу.
Краплю розчину KNO3 за допомогою скляної палички наносять з одного боку накривного скельця, а з другого, протилежного боку, смужкою фільтрувального паперу відтягують воду. Таким чином, водне середовище, в якому перебуває препарат, буде заміщене на підфарбований розчин KNO3. Через 3-5хв препарат знову розглядають під мікроскопом. Звертають увагу на ступінь забарвлення цитоплазми і вакуоль. Зарисовують клітини.
Роблять висновок про проникність цитоплазматичної мембрани і тонопласта для KNO3 та можливі причини цього явища.


Робота 3
Вплив рН зовнішнього розчину на проникність плазмалеми
рН середовища по-різному впливає на життєдіяльність рослин різних видів і навіть сортів одного й того ж виду. Це пов’язано з тим, що рН ґрунтового розчину визначає здатність до дисоціації певних сполук, які знаходяться в ґрунті, і, відповідно, на їх потенційну можливість проникнення в клітину. Тому існують певні межі рН, при яких може рости рослина. Для одних рослин ці межі зсунуті в бік кислого середовища (торфовий мох, осоки), для інших – лужного (мати-й-мачуха).
У роботі використовують нейтральний червоний – лужний барвник, який у кислому середовищі дисоціює на йони, а в лужному перебуває у вигляді недисоційованих молекул. Хромофорна група знаходиться при катіоні. У разі низьких значень рН барвник має червоно-карміновий колір, а в умовах нейтрального і лужного середовищ - жовто-червоний. Оскільки нейтральні молекули барвника невеликого розміру, вони можуть легко дифундувати у клітину, тоді як катіони барвника із хромофорними групами будуть адсорбуватися негативно зарядженими групами пектинів у складі клітинної оболонки.
Мета роботи: встановити характер залежності проникності сполук у клітину від рН зовнішнього розчину.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп, предметні і накривні скельця, препарувальні голки, скальпель, пінцет, скляна паличка, фосфатні буфери з рН 7,4 та рН 4,9, розчин нейтрального червоного (1:1000), цибуля.
Хід виконання роботи
На предметні скельця наносять по краплі буферів з різним значенням рН – 7,4 та 4,9. Кожну краплю підфарбовують нейтральним червоним. Поміщають у неї по відрізку епідермісу цибулі та накривають накривним скельцем.
Через 2-3 хв препарати розглядають під мікроскопом. Спостерігають за проникненням барвника у клітину.
Зарисовують клітини при різних значеннях рН. На рисунку позначають клітинну оболонку, цитоплазматичну мембрану, вакуолю, тонопласт, відзначаючи забарвлення компартментів.
Висновок.


Робота 4
Прискорений метод визначення життєздатності насіння
Напівпроникність клітинних мембран – фізіологічна функція, властива лише живим клітинам. Тому різниця між забарвленням живої та мертвої протоплазми зародків може бути ознакою життєздатності насіння. Про життєздатність насіння може свідчити і прояв активності дихальних ензимів, які на початкових етапах проростання забезпечують клітини зародка необхідною енергією та низькомолекулярними сполуками.
У роботі використовують два різних за природою барвники. Індигокармін – барвник, яким забарвлюють мертві клітини, і трифенілтетразолій хлорид (ТТХ) – прижиттєвий (вітальний) барвник, який застосовують для визначення активності дихальних ензимів.
Мета роботи: порівняти ефективність прискорених методів визначення життєздатності насіння.
Прилади і матеріали дослідження: два хімічних стакани, скальпель, препарувальні голки, фільтрувальний папір, 0,1%-ний індигокармін, 0,5%-ний ТТХ, попередньо замочене крупне насіння (квасоля, горох, соняшник, кукурудза).
Хід виконання роботи
І. Визначення життєздатності насіння на допомогою індигокарміну
50 насінин розрізають скальпелем, так, щоб зародок був розділений на дві половини. Одну частину насіння промивають водою для видалення решток зруйнованих клітин і заливають індигокарміном на 15 хв, іншу – попередньо піддають термічному обробленню у киплячій воді протягом 10 хв, а потім теж заливають розчином барвника.
Через 15 хв розчин барвника зливають у окрему посудину. Насіння промивають водою до зникнення фарби, розкладають на фільтрувальному папері і оцінюють ступінь забарвлення зародка. До життєздатних належать насінини, у яких зародок не забарвлений або забарвлений лише кінчик зародкового кореня.
Порівнюють забарвлення живих і термічно вбитих клітин зародка.
ІІ. Визначення життєздатності насіння за активністю дихальних ензимів
50 насінин розрізають навпіл. Одну частину насіння, добре промиту водою, заливають водним розчином ТТХ і витримують в ньому 30 хв при температурі 30°С. З другою половиною насіння проводять операції, аналогічні першому досліду. Після цього розчин барвника зливають.
Насіння промивають водою, розкладають на фільтрувальному папері і підраховують кількість життєздатних насінин, у яких зародок повністю зафарбований у рожевий колір.
Порівнюють забарвлення живих і мертвих клітин.
Дані спостережень заносять у таблицю:

Об’єкт
Кількість насінин, взятих для аналізу, шт.
Кількість зародків насінин (шт.)
Життєздатність, %



забарвлених повністю
забарвлених частково
незабарвлених


Індигокармін








ТТХ









Життєздатність насіння визначають за формулою: 13 X= 1513EMBED Equation.31415,
де X – життєздатність насіння, %;
А – кількість життєздатних насінин;
50 – кількість взятих для аналізу насінин.
Порівнюють результати обох методів. Роблять висновки.


Робота 5
Виготовлення "штучної" клітини Траубе
Рослинна клітина має такі структурні особливості, завдяки яким може здійснювати водообмін із зовнішнім середовищем за осмотичними законами. Вона оточена напівпроникною мембраною – плазмалемою; має вакуолю, що містить концентрований розчин осмотично активних речовин і оточена напівпроникним тонопластом. Поверх плазмалеми розміщена целюлозна жорстко-еластична клітинна оболонка, яка створює протидію до тургорного тиску і оберігає плазмалему від розриву в гіпотонічному середовищі.
Осмотичні явища, подібні до тих, що відбуваються в клітині, можна спостерігати на модельних об’єктах. Прикладом є “штучна клітина” Траубе, яка являє собою замкнений міхурець, утворений напівпроникною плівкою гексаціаноферату (ІІ) міді Cu2[Fe(CN)6], всередині якого міститься висококонцентрований розчин K4[Fe(CN)6].
Мета роботи: спостереження осмотичних явищ на модельному об’єкті.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп, предметні та накривні скельця, мала пробірка, 0,5N CuSO4, гексаціаноферат калію в кристалах (жовта кров’яна сіль, K4[Fe(CN)6]).
Хід виконання роботи
У пробірку на ѕ наливають 0,5N розчин CuSO4. Кристалик жовтої кров’яної солі занурюють у розчин, спостерігають за утворенням “штучної клітини” Траубе. Всередині цієї “клітини” міститься висококонцентрований розчин K4[Fe(CN)6], а ззовні – розчин мідного купоросу низької концентрації. Тому вода надходитиме всередину “клітини”, об’єм якої зростатиме. Внаслідок зростання гідростатичного тиску слабка плівка гексаціаноферату (ІІ) міді розривається, на місці розриву CuSO4 взаємодіє з K4[Fe(CN)6] і знову утворюється напівпроникна плівка та простежується ріст об’єму “клітини”.
Аналогічну операцію проводять на предметному склі, спостерігаючи за зростанням об’єму “клітини” під мікроскопом. Зарисовують.
Записують рівняння реакції.
Висновок.


Робота 6
Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом
Плазмолітичний метод визначення осмотичного тиску ґрунтується на тому, що рослинні об’єкти поміщають у розчини різних концентрацій і під мікроскопом за ступенем плазмолізу виявляють ізотонічний розчин. Враховуючи те, що плазмоліз простежується лише в розчинах плазмолітиків, знаходять таку концентрацію, при якій відбувається початковий етап плазмолізу в 50% клітин у полі зору. Концентрація ізотонічного розчину буде мати середнє значення між концентрацією цього розчину і наступного, меншої концентрації, при якому плазмоліз ще не відбувається.
Мета роботи: визначити та порівняти величину осмотичного тиску клітин епідермісу внутрішніх і зовнішніх лусок цибулі.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп, скальпель або бритва, предметні та накривні скельця, пробірки, 1М розчин цукрози або NaCl, фільтрувальний папір, цибуля.
Хід виконання роботи
Із 1М розчину NaCl або цукрози за допомогою мірних циліндрів готують по 10 мл розчинів таких концентрацій: 0,7М; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2М у двократній повторності. Для цього користуються даними таблиці:
У кожну пробірку одного концентраційного ряду, починаючи з найвищої концентрації, занурюють по відрізку зовнішнього епідермісу луски цибулі. Кожен відрізок витримують у відповідному розчині 20 хв. Далі виймають епідерміс з досліджуваного розчину і у краплі цього ж розчину на предметному склі розглядають під мікроскопом при малому збільшенні.
Таблиця 1
Концентрація розчину, М
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2

Об’єм 1М NaCl (цукрози), мл
7
6
5
4
3
2

Об’єм Н2О, мл
3
4
5
6
7
8


У кожну пробірку іншого концентраційного ряду занурюють по відрізку внутрішнього епідермісу луски цибулі за таким же принципом. Розглядають усі відрізки в тій самій послідовності, в якій їх занурювали у розчин. Визначають ступінь плазмолізу клітин і встановлюють, у якому із розчинів проявляється початкова стадію плазмолізу. Результати спостережень фіксують у таблиці 2:
Таблиця 2
Концентрація розчину, моль/л
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2

Ступінь плазмолізу







Рисунок клітини








Знаходять ізотонічну концентрацію. Її визначають як середнє між тією концентрацією, при якій плазмоліз тільки починається, і концентрацією, при якій плазмолізу ще немає.
Розраховують величину осмотичного тиску клітини за формулою:
P = i C R T,
де Р – осмотичний тиск, атм (1 атм = 1,013 бар = 0,1 МПа);
R – універсальна газова стала (0.0821 латм/Кмоль);
Т – абсолютна температура, К;
С – ізотонічна концентрація, моль/л;
і – ізотонічний коефіцієнт (див. табл.3).

Таблиця 3
Значення ізотонічного коефіцієнта (і) для розчинів NaCl різних концентрацій
Концентрація, моль/л
1,0
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,01

Ізотонічний коефіцієнт
1,62
1,64
1,66
1,68
1,70
1,73
1,75
1,78
1,83
1,93

У висновках порівяти величину осмотичного тиску у клітинах зовнішнього і внутрішнього епідермісу луски цибулі .


Робота 7
Визначення всисної сили рослинних тканин методом цівок (метод Шардакова)
Метод визначення всисної сили базується на зміні концентрації розчину після перебування у ньому рослинної тканини. При зануренні у розчин, осмотичний тиск якого менший за всисну силу тканини, тканина висмоктуватиме воду з розчину, і він стане більш концентрованим. При зануренні тканини в розчин, осмотичний тиск якого більший за всисну силу тканини, вода з тканин переходитиме у розчин, який стане менш концентрованим. Розчин, концентрація якого не змінилася після перебування у ньому тканини, має осмотичний тиск, що дорівнює всисній силі цієї тканини.
Мета роботи: ознайомитися із методом, визначити всисну силу клітин коренеплодів буряка чи картоплі.
Прилади і матеріали дослідження: штатив для пробірок; пробірки місткістю 15-20 мл і 4-5 мл по вісім шт.; гумові корки; коркові свердла; піпетки або мірні пробірки на 10 мл; пастерівські піпетки; метиленова синька кристалічна; пінцети або препарувальні голки; скальпель або бритва; склограф; 1М NaCl; вода дистильована; коренеплоди буряка або бульби картоплі.
Хід виконання роботи
У великі пробірки, встановлені у верхньому ряду штатива, наливають по 10 мл розчину NaCl таких концентрацій: 1.0; 0.8; 0.6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1М (приготування розчину див. у попе-редній роботі). У нижньому ряду штатива ставлять таку ж кількість маленьких порожніх пробірок. Потім із кожної великої пробірки беруть по 1 мл розчину і переносять у відповідну маленьку пробірку нижнього ряду штатива і закривають корками.
Корковим свердлом із бульби картоплі, коренеплоду буряка або іншого овочу вздовж поздовжньої осі вирізають циліндричний стовпчик. Розрізають його на кружечки товщиною 2 мм і у кожну пробірку нижнього ряду кладуть по чотири кружечки. Пробірки періодично струшують. Через 30 хв кружечки виймають пінцетом або препарувальною голкою, а розчини, якщо потрібно, підфарбовують 1-2 кристаликами метиленової синьки.
Пастерівською піпеткою набирають забарвленого розчину так, щоб висота стовпчика рідини була 3-4 см. Кінець піпетки занурюють у відповідний вихідний розчин так, щоб він доходив до половини висоти стовпчика рідини у піпетці. Потім повільно й обережно випускають розчин із піпетки і спостерігають, куди спрямовуються струминки забарвленої рідини. Якщо донизу, то це означає, що розчин став більш концентрованим, якщо вгору – більш розведеним. Нарешті, якщо струминка з піпетки залишилася на місці у вигляді легенької хмарки, то розчин не змінився – осмотичний тиск зовнішнього розчину дорівнює всисній силі тканини. Концентрація цього розчину і використовується для розрахунку за формулою Р = і С R T (див. попередню роботу).
Висновки.


Контрольні запитання

Яке значення має в’язкість цитоплазми в житті клітини?
Наскільки відрізняються зовнішня і внутрішня поверхні цитоплазматичної мембрани рослинних клітин, як це відображається на функціях мембран?
Які з властивостей біологічних мембран визначаються фосфоліпідами?
Яким чином рослини сприймають синє і червоне світло?
Яке значення апарату Гольджі в утворенні клітинної оболонки і плазмалеми?
Які структури рослинної клітини виконують функцію видільної системи?
Чим зумовлений певний ступінь автономії хлоропластів і мітохондрій?
Які функції в рослинній клітині виконують компоненти цитоскелета?
Чи можна відтягнути воду з клітини після досягнення нею повного в’янення?
Чому під час тривалих дощів плоди вишень, слив розтріскуються?
Досвідчені господині, готуючи варення із вишень, аґрусу, плоди спершу бланшують (тобто почергово опускають в окріп і в холодну воду) і потім заварюють у цукровому сиропі. З якою метою це роблять?
Як пояснити чому глюкоза є осмотично активною речовиною, а крохмаль – ні?
Клітина з осмотичним потенціалом – 1,0 MПа і потенціалом тиску 0,5 MПа поміщена в 0,4 М розчин цукрози при температурі 25°C. В якому напрямку буде здійснюватися рух води?
Дві сусідні клітини, A та B, мають різні водні потенціали. Клітина A має осмотичний потенціал – 1,0 MПа і потенціал тиску 0,2 MПa. Осмотичний потенціал клітини B рівний – 1,2 MПа і потенціал тиску 1,2 MПа. В якому напрямку буде здійснюватися рух води в цій системі? Обґрунтуйте відповідь.
У клітинах яких рослин буде вищий осмотичний потенціал: у тих, що ростуть на солончаках, чи на незасолених ґрунтах? З чим це пов’язано?
Припустимо, що клітина із осмотичним потенціалом – 0,20 MПa і потенціалом тиску 0,08 MПa перебуває у рівновазі із зовнішнім розчином цукрози при 20°C. Як можна вирахувати молярну концентрацію зовнішнього розчину?
Корінь рослини перебуває у вологому ґрунті при 25°C. Ґрунт містить [Ca2+] 0,005 моль/л, клітинний сік тканин кореня містить [Ca2+] 4,5 моль/л. Різниця потенціалів між ґрунтом і коренем становить –110 мВ. Чи буде в цих умовах Ca2+ самовільно рухатися із ґрунтового розчину в корінь?
Умови ті ж самі, що і в попередній задачі, тільки розглянути ситуацію із K+ замість Ca2+. Чи буде в цих умовах K+ самовільно рухатися із ґрунтового розчину в корінь?
Клітина з осмотичним тиском 1,0 MПа і тургорним тиском 0,5 MПа поміщена в 0,4 М розчин цукрози при температурі 25°C. В якому напрямку відбуватиметься рух води?

РОЗДІЛ ІІ. ВОДНИЙ РЕЖИМ РОСЛИН

Лабораторна робота 8
Визначення вмісту води у різних частинах рослин
Вода є необхідним компонентом структури живих клітин. Значення її у житті рослин полягає у створенні внутрішнього середовища, безпосередній участі в фізіолого-біохімічних процесах клітини: фотосинтезі, диханні, гідролітичних реакціях тощо, вона значною мірою визначає структуру білкових молекул протоплазми. Пересуваючись по рослині, вода переносить мінеральні елементи, поглинуті коренями з ґрунту, та органічні сполуки, які синтезуються в кореневій системі; у воді добре розчиняються гази, солі, різні органічні речовини. Завдяки високій теплоємності вода підтримує температурний баланс рослинних організмів. З тургором, який теж виникає завдяки воді, пов’язані такі процеси, як ріст розтягом, відкриття продихів, рухи пелюсток і листкових черешків.
І хоча відомо, що приблизний вміст води у рослинних тканинах становить близько 70-95% для різних рослин і різних органів та частин однієї рослини, цей показник є неоднаковим. Водні рослини містять понад 80% води; соковиті овочі, буряки і бульби – 75-85%; листки листяних порід –70-80%; глиця голонасінних – 50-70%; деревина (сосна, бук) свіжа – 40-50%; підсушена – 20%; сухе насіння, зерно злаків – 12-20%.
Мета роботи: визначити приблизний вміст води у різних рослинних об’єктах.
Прилади і матеріали дослідження: ваги, бюкси для зважування або невеликі хімічні стакани (50 мл); тертка; ніж; сушильна шафа; ексикатор, заповнений СаСl2; різні частини рослин, насіння тощо (листя дерев та глиця голонасінних, свіжа та підсушена деревина; насіння злаків та інших рослин; водні рослини).
Хід виконання роботи
Зважують по 10 г, а соковитого матеріалу 20 г, добре очищених і підсушених частин рослини з точністю до 0,1 г; великі шматки подрібнюють ножем або труть на тертці, і переносять кількісно в бюкси чи хімічні стакани.
Підсушують при температурі ( 105°C до отримання сухого матеріалу. Після охолодження в ексикаторі визначають масу сухої речовини (див. додаток, с. 75).
Вміст води вираховують за різницею між масою сирої та сухої речовини; подають у відсотках (%) до маси сирої речовини.
Висновки.


Робота 9
Визначення інтенсивності транспірації та відносної транспірації ваговим методом
Транспірація пов’язана не тільки з водообміном, а й іншими метаболічними процесами – фотосинтезом, диханням, мінеральним живленням. Кількісні показники транспірації залежать від температури, освітлення, водопостачання. У більшості рослин інтенсивність транспірації (кількість води, яку рослина випаровує за одиницю часу з одиниці поверхні листків) вдень становить 15-250 г
·м-2год-1. Відносна транспірація – відношення інтенсивності транспірації до інтенсивності випаровування води з такої самої площі вільної водної поверхні – звичайно становить від 0,1-0,5 до 1, а у рослин, що добре захищені від втрат води, може сягати 0,01. Дослідження показників транспірації дає змогу визначити потребу рослин у водопостачанні в процесі онтогенезу і обґрунтувати умови створення сприятливих умов для росту, розвитку і високої продуктивності. Метод ґрунтується на визначенні втрати води рослиною ваговим методом.
Мета роботи: встановити залежність інтенсивності транспірації та відносної транспірації від факторів навколишнього середовища (температура, освітлення тощо).
Прилади і матеріали дослідження: електронна вага; пробірки на 4-5 мл; кристалізатор або чашка Петрі, ножиці; холодильник; джерело яскравого освітлення; волога камера; вентилятор; електрична плитка; міліметровий папір; вата, листки рослин з довгими черешками.
Хід виконання роботи
Із рослини зрізають 7 листків разом із довгим черешком, який підрізають під водою на 1 см. Черешок листка встромляють у корок із негігроскопічної вати, який вставляють у пробірку з водою. Змонтований прилад ззовні має бути абсолютно сухим і щільно закритим так, щоб корок не торкався рідини. Прилад зважують з точністю до другого знака. Після цього зважують чашку Петрі з налитою у нього водою.
Після зважування один прилад з листком і кристалізатор ставлять ближче до світла, цей варіант буде контрольним.
Інші листки ставлять в різні умови:
1) гіпотермія (+7°С) – холодильник;
2) яскраве освітлення – лампа;
3) підвищена температура – біля ввімкненої електроплитки;
4) умови підвищеної вологості – волога камера;
5) темрява;
6) умови вітру – біля ввімкненого вентилятора.
Через 25 хв всі листки зважують повторно. Зменшення маси приладу і чашки Петрі засвідчує, яку кількість води випарував листок, і скільки випарувалося її з вільної водяної поверхні.
За відношенням зменшеної маси до одиниці поверхні випаровування визначають відповідно інтенсивність випаровування. Площу кристалізатора легко визначити, знаючи діаметр кола, за формулою S =
· r2. Площу листка визначають ваговим методом як описано в додатку (стор. 76).
Інтенсивність транспірації визначають за формулою:


де а – маса приладу з листком на початку досліду;
б – маса приладу з листком в кінці досліду;
S – площа листка, см2;
в – тривалість досліду, сек.
Результат означає величину випаровування 1 дм2 листка за 1 годину. За цією ж формулою визначають інтенсивність випаровування з вільної поверхні води (S =
· r2). За співвідношенням інтенсивності транспірації й інтенсивності випаровування визначають відносну транспірацію, яка з підвищенням сухості повітря спадає до нескінченно малої величини. При дуже сухому повітрі транспірація практично припиняється, а випаровування з вільної поверхні води зростає. Цим наочно виявляється процес саморегулювання в живому організмі. Насичення повітря водяною парою також припиняє процес транспірації, і в рослинах водообмін здійснюється крізь гідатоди.
Результати спостережень заносять у таблицю:
Об’єкт дослідження
Умови досліду
Початкова маса, мг
Кінцева маса, мг
Площа, см2
Інтенсивність транспірації, мг/см2сек



листок
кристалізатор
листок
кристалізатор
листок
кристалізатор












Висновки.


Робота 10
Спостереження явища гутації
Гутація – виділення листками крапельної вологи через спеціальні утвори – гідатоди. Вона спричинена активністю нижнього кінцевого двигуна (кореневий тиск), в умовах підвищеної вологості повітря (туман, дощ, помірно тепла і волога погода), коли транспірація призупинена. У помірній зоні гутація часто простежується у молодих проростків злаків, розвиток кореневої системи яких випереджає розвиток надземної частини. Фізіологічне значення гутації полягає у підтриманні водного балансу рослин.
Мета роботи: з’ясувати характер впливу умов навколишнього середовища на процес гутації.
Прилади і матеріали дослідження: годинник; скляний ковпак; кристалізатор; лід або сніг; тепла вода (40°С); фільтрувальний папір; горщики з 8-добовими проростками пшениці або інших злаків.
Хід виконання роботи
Горщики із молодими проростками добре підливають і ставлять у різні умови:
1) умови холоду – кристалізатор заповнений колотим льодом або снігом;
2) умови тепла і підвищеної вологи – кристалізатор з теплою водою, який накривають скляним ковпаком;
3) кімнатна температура – контроль.
Через 15 хв спостерігають за виділеннями на кінчиках листків у вигляді крапель. Фільтрувальним папером знімають краплі та відмічають швидкість появи нових у різних варіантах.
Висновки.
КОНТРОЛЬНІ ЗАПИТАННЯ

Форми води у клітині. Як зміниться інтенсивність обміну речовин у клітині при збільшенні частки зв’язаної води?
Як відбувається набрякання насіння?
Які анатомо-морфологічні ознаки будови листка зумовили виникнення транспірації?
Як змінюється апертура (ступінь розкриття) продихів у більшості рослин помірного поясу протягом доби?
Якими методами можна відкрити та закрити продихи у лабораторних умовах?
Який тип руху продихів належить до гідропасивного? До гідроактивного?
Поясність, як змінюється водний потенціал рослинних клітин протягом дня?
Під час періоду зниженої транспірації майже вся вода рухається по крупних судинах і трахеїдах, менші трахеїди використовуються тільки при зростанні водного потоку. Чому?
У чому полягає перевага утворення великої кількості (кілька тисяч) судин і трахеїд для транспортування води замість однієї гігантської провідної клітини?
Чи може водний потенціал клітини бути більшим від нуля? Поясніть.
Порівняйте механізми продихової, кутикулярної та перидермальної транспірації.
Чи потрібна транспірація протягом зимового періоду для листопадних рослин помірного поясу? Обґрунтуйте.
Продихи в відкритому стані займають не більше 1-2% площі листкової поверхні. Проте кількість води, що випаровується через продихи, часто переважає показники евапорації із вільної поверхні води приблизно на 50%. Поясніть цей “парадокс”.
Що лежить в основі дії нижнього та верхнього кінцевого двигунів водного потоку рослин? Яка форма енергії використовується?
Що забезпечує неперервність водного потоку в рослин?
Під час визначення інтенсивності кутикулярної та продихової транспірації у рослин картоплі їхнє співвідношення становило 1:1. Як, враховуючи отримані результати, оцінити вік рослини?
Під час утворення сухої органічної речовини масою 1 г рослина в процесі транспірації випарувала 500 г води. Який кількісний параметр транспірації відповідає цьому значенню?
Осмотичне поглинання води клітинами кореневого волоска з ґрунту є першим етапом надходження води до кореня. Чи достатньо цього процесу для забезпечення рослини водою?
Гутація сприяє транспортуванню речовин по ксилемі в умовах, коли зупиняється транспірація. Що можна сказати про гутацію рослин, які повністю перебувають у воді?
За добу рослина поглинає і випаровує певну кількість води. Чи збігаються ці кількості? Обґрунтуйте відповідь.
Рослина кукурудзи за вегетаційний період випаровує 700 кг води і нагромаджує 3 кг сухої речовини. Яким є її транспіраційний коефіцієнт?
Підрахуйте продуктивність транспірації, якщо відомо, що за вегетаційний період рослини пшениці випарували 630кг води і утворили 2,5кг органічної маси.

РОЗДІЛ ІІІ. ФОТОСИНТЕЗ

Робота 11
Виділення суміші пігментів листка. Дослідження фізико-хімічних властивостей пігментів
Пігменти – сполуки, які вибірково поглинають світло у видимій частині спектра. У вищих рослин вони поділяються на три класи: хлорофіли, каротиноїди та фікобіліни. За допомогою пластидних пігментів здійснюється перетворення енергії сонячного світла в хімічну енергію молекул АТФ і НАДФ*Н у світловій фазі фотосинтезу. Більшість клітин фотосинтезуючих організмів містить два типи хлорофілів – хлорофіл а та хлорофіл b (зелені рослини), окрім цього трапляється хлорофіл с (бурі та діатомові водорості), хлорофіл d (червоні водорості). Фотосинтезуючі клітини, які не виділяють кисню, містять лише бактеріохлорофіл або бактеріородопсин; іноді – і той, і інший. Допоміжними пігментами фотосинтезу є каротиноїди (жовті, оранжеві та червоні) – поліненасичені вуглеводи терпенового ряду. До каротиноїдів належать каротини, ксантофіли і каротиноїдні кислоти. Фікобіліни – червоні і сині пігменти деяких водоростей, локалізовані у спеціальних структурах – фікобілісомах. Їхня складна молекула утворена білком і розгорнутим ланцюгом тетрапірола (хромофора). Одна молекула білка може зв’язувати кілька хромофорних груп. Серед фікобілінів розрізняють сині – фікоціаніни, червоні – фікоеритрини та аллофікоціанін.
Для вивчення фізико-хімічних властивостей пігментів здійснюють їх виділення із рослинного матеріалу та розділення. Водночас, враховують, що хлорофіл і каротиноїди не розчиняються у воді, а фікобіліни – розчиняються. Для повнішого виділення пластидних пігментів користуються полярними розчинниками – етиловим спиртом, ацетоном, оскільки ці пігменти зв’язані з ліпопротеїдним комплексом мембран тилакоїдів.
Різна розчинність хлорофілів, каротину та ксантофілів у етиловому спирті та петролейному ефірі є основою методу розділення цих пігментів за Краусом. При перемішуванні спиртового витягу пігментів із петролейним ефіром вони розподіляються між двома шарами розчинників: спиртом, який розміщується внизу, і петролейним ефіром чи бензином, який знаходиться зверху. Отримують дві фази – верхню – неполярну, в якій знаходитимуться хлорофіли і каротин, та нижню – полярну, в якій містяться ксантофіли.
Наявність у молекулі хлорофілу ефірних зв’язків визначає її здатність до гідролізу. При взаємодії з лугом відбувається утворення солі хлорофілінової кислоти та двох спиртів – фітолу та метанолу:





Хлорофіл має здатність до флуоресценції, тобто до світіння після поглинання ним видимого й ультрафіолетового світла. В темряві хлорофіл знаходиться в основному стані з найбільш низьким енергетичним рівнем валентних електронів. Під впливом світла один із електронів молекули хлорофілу переходить у збуджений стан, у якому перебуває протягом короткого проміжку часу, і знову повертається на попередній енергетичний рівень. Цей перехід електрона супроводжується витратою енергії збудження, в т. ч. і на флуоресценцію. Хлорофіл флуоресціює тільки в червоній області спектра, тобто флуоресцентне випромінювання характеризується більшою довжиною хвилі, ніж поглинуте світло-індуктор. Це зумовлено частковим розсіюванням енергії у формі тепла. Хлорофіл сильно флуоресціює в розчинах і слабо в листках, що можна пояснити тісною упаковкою молекул у тилакоїдах, а також використанням поглинутої енергії на фотохімічні процеси.
Сонячна радіація з довжиною хвиль 400-700 нм, яку поглинають пігменти фотосинтезуючих органів рослин, має назву фотосинтетично активної радіації (ФАР). Пігменти поглинають видиме світло вибірково, кожен з них має свій характерний спектр поглинання. Пропускаючи світло через розчин конкретного пігменту, а потім розкладаючи його за допомогою призми спектроскопа виявляють у певних місцях спектра темні смуги, що відповідають спектру поглинання. Оптичні властивості пігментів визначаються особливостями їх хімічної структури. Система кон’югованих подвійних зв’язків у молекулах хлорофілів і каротиноїдів визначає поглинання синьо-фіолетових променів. Наявність магнію в ядрі молекули хлорофілу і гідровані зв’язки між атомами вуглецю в положенні 7 і 8 четвертого пірольного кільця визначають поглинання червоних променів. Хлорофіли мають два максимуми поглинання – в ділянці синього світла (Хл а – 420 нм та Хл b – 455 нм) і червоного (Хл а – 662 нм, Хл b – 644 нм) світла. Каротиноїди поглинають світло в синьо-фіолетовій ділянці спектра (
·-каротин – 420 нм, 440 нм, 470 нм;
·-каротин – 425 нм, 450 і 480 нм; лютеїн – 425нм, 445 і 475 нм).
У молекулах хлорофілів, які є магній-порфіринами, атом магнію порівняно слабко утримується в порфіриновому ядрі й у разі впливу сильних кислот легко заміщується двома протонами. Утворюється феофітин-порфіриновий пігмент бурого кольору.



Утворення феофітину можна спостерігати в природних умовах: після осіннього приморозку змінюють колір листки та квіти жоржин.
Унаслідок взаємодії феофітину з солями певних металів (оцтовокислий цинк чи мідь) два атоми водню можуть зворотно заміщуватися атомом відповідного металу:



Цинк (мідь)-порфірини, як і магній-порфірини, теж мають зелений колір, проте дещо іншого відтінку.
Мета роботи: ознайомитися з фізико-хімічними властивостями хлорофілів та каротиноїдів.
Прилади і матеріали дослідження: спектроскоп; водяна баня; ножиці; фарфорова ступка з товкачиком; лійка; фільтр; сухі пробірки; штатив; гумові корки; CaCO3; 96%-ний етиловий спирт; петролейний ефір; сухий NaOH; 10%-ний розчин HCl; оцтовокисла мідь та цинк; зелене листя рослин.
Хід виконання роботи
І. Отримання витягу пігментів
Ножицями нарізають 1 г листя і переносять у фарфорову ступку. До подрібненого листя додають трохи (на кінчику скальпеля) CaCO3 для нейтралізації клітинного соку і розтирають до гомогенної маси. Потім поступово доливають 20 мл етилового спирту і продовжують розтирати доти, поки спирт не забарвиться в інтенсивний зелений колір. Одержану суміш фільтрують через складений фільтр у суху пробірку та використовують для подальших робіт. Для порівняння таке ж листя розтирають з водою. Порівнюють забарвлення гомогенатів.


ІІ. Розділення пігментів за методом Крауса
У пробірку наливають 2 мл спиртової витяжки пігментів, 3 мл петролейного ефіру або бензину, 2-3 краплі води для кращого розділення. Закривають пробірку корком, збовтують 2 хв і ставлять у штатив для розділення фаз. Спостерігають і зарисовують розподіл пігментів.
ІІІ. Омилення хлорофілу
До суміші пігментів додають грудочку NaOH, струшують. Проводять розділення за методом Крауса. Спостерігають за перерозподілом пігментів. Зарисовують результати спостереження. Сіль хлорофілінової кислоти зберігає зелене забарвлення й оптичні властивості хлорофілу, проте втрачає гідрофобні властивості. Тому при розділенні за методом Крауса вона з верхнього шару переміщується у нижній – спиртовий.
IV. Флуоресценція хлорофілу
Пробірку із спиртовим витягом хлорофілу розглядають проти світла на рівні очей. Вона має смарагдово-зелений колір. Потім пробірку розміщують на темному фоні і розглядають з того боку, з якого на неї падає світло. У відбитому світлі, внаслідок флуоресценції, спиртовий витяг матиме вишнево-червоний колір.
V. Оптичні властивості пігментів
Спектроскоп встановлюють так, щоб усі ділянки спектра мали однакову яскравість. При пропусканні білого світла через спиртовий витяг пігментів, нерозділений і розділений методом Крауса, виявляють спектри поглинання жовтих і зелених пігментів.
Зарисовують отримані спектри, звертають увагу на ширину кольорових смуг. Роблять висновок про спектри поглинання хлорофілів і каротиноїдів.
VI. Отримання феофітину та зворотне заміщення атома водню атомом металу
1. До 2-х мл спиртового витягу пігментів додають 2 краплі HCl, злегка збовтують і спостерігають зміну кольору витягу із зеленого до бурого.
2. Далі половину витягу переливають в іншу пробірку, до однієї додають кристалик оцтовокислої міді, до другої – оцтовокислого цинку. Обережно нагрівають на водяній бані. Спостерігають за відновленням зеленого кольору в обох пробірках.
VII. Роблять загальний висновок про досліджені фізико-хімічні властивості пігментів.


Робота 12
Визначення вмісту каротину в рослинах (за методом Попандопуло)
Каротин у рослинах міститься у вигляді
·-,
·- і
·-ізомерів. Вміст
·-ізомеру переважає над іншими.
·-каротин є у складі світлозбирального комплексу хлоропластів і має важливе значення для процесу фотосинтезу, також він може функціонувати як антиоксидант. Відомо, що за умов дії стресових чинників середовища в усіх живих організмах порушується рівновага прооксидантно-антиоксидантної системи біологічних мембран, зокрема, активуються реакції перекисного окислення ліпідів мембран. Це ініціює включення механізмів захисту, бо зміни фізико-хімічних властивостей мембран є небезпечними для клітини. Серед механізмів захисту стану мембран у рослинних клітинах заслуговує уваги нагромадження речовин з антиоксидантними властивостями. Це вітаміни С, Е, каротиноїди та ін. Як антиоксидант
·-каротин здатний виводити вільні радикали з обігу ланцюгових реакцій.
Аналіз вмісту каротину у рослинах дає уявлення про якість продуктів харчування та якість кормів. Визначення вмісту каротину грунтується на його властивості добре екстрагуватися неполярними органічними розчинниками.
Мета роботи: показати, що вміст каротинів – це сортозалежна ознака.
Прилади і матеріали дослідження: фотоколориметр КФК-3; торзійна вага, фарфорові ступки з товкачиками, фільтри Шота №3, колба Бунзена, конічні колби на 200 мл, мірний циліндр на 30 мл; лійка, бите скло, петролейний ефір, Na2SO4, коренеплоди моркви різних сортів.
Хід роботи.
Шматки досліджуваних коренеплодів моркви подрібнюють за допомогою терки. Наважку подрібненого матеріалу 5-10 г ретельно розтирають у фарфоровій ступці з битим склом або піском із додаванням петролейного ефіру.
Кількісно переносять розтертий матеріал за допомогою петролейного ефіру із ступки у конічну колбу на 200 мл, на дно якої насипано Na2SO4 шаром 1,5 см, і заливають петролейним ефіром до повного покриття рослинного матеріалу. Колбу закривають корком і ставлять на добу в темне місце.
Вміст конічної колби поступово фільтрують за допомогою скляного фільтра Шота №3, що зєднаний із колбою Бунзена. Осад і адсорбент промивають розчинником до знебарвлення розчинника, який витікає із фільтра.
Вимірюють обєм отриманого екстракту і колориметрують при синьому світлофільтрі (440 нм).
Вміст каротину розраховують за формулою:
X= D·V·k / m, де
X - вміст каротину, мг/г;
D – оптична густина екстракту,
V – обєм екстракту,
k – коефіцієнт переведення стандартного розчину дихро-мату калію K2Cr2O7 чи азобензолу в еквівалентну кількість каротину; при використанні дихромату калію k=0,00416, азобензолу – k=0,00235;
m – маса проби, г.
Дані заносять у таблицю:

Варіанти
D440
V
m
Вміст каротинів (Х), мг/г сирої речовини








Висновки.


Робота 13
Фотометричний метод кількісного визначення пігментів
Фотометричні методи (фотометрія, колориметрія, спектрофотометрія) дають можливість визначати концентрацію речовини у забарвленому розчині за величиною поглинання монохроматичного світла. Практичне використання здатності речовини поглинати світлову енергію ґрунтується на законах Бугера-Ламберта-Бера: поглинання монохроматичного світлового потоку прямо пропорційне до числа молекул поглинаючої речовини, тобто концентрації. Вимірюючи інтенсивність поглинання світлового потоку досліджуваним розчином, отримують величину, яка називається оптичною густиною розчину (D) або екстинцією (Е). Для визначення концентрації, яка відповідає певній оптичній густині, будують калібрувальний графік, де на осі абсцис відкладають значення концентрації стандартного розчину і його кількох відомих розведень, а на осі ординат – оптичну густину цих розчинів. Отримують калібрувальну криву у вигляді прямої лінії, або наближеної до прямої. Знаючи оптичну густину досліджуваного розчину знаходять його концентрацію за показами калібрувальної кривої. Часто для визначення концентрацій розчинів за оптичною густиною користуються стандартними формулами.
Фотометричні методи придатні і для визначення концентрації та вмісту пігментів у рослинних тканинах, оскільки ці сполуки завдяки особливостям будови молекул мають різні максимуми поглинання в області видимого світла.
Мета роботи: ознайомитися з фотометричним методом кількісного визначення пігментів.
Прилади і матеріали дослідження: фотоколориметр КФК-3; торзійна вага, фарфорові ступки з товкачиками, фільтри, мірні колби на 25 мл; фільтри, лійки, пробірки на 10 мл, 80%-ний ацетон, листки зелених рослин.
Хід виконання роботи
Наважку свіжого рослинного матеріалу (0,3-0,5 г) добре розтирають у фарфоровій ступці з невеликою кількістю крейди у 80%-ному ацетоні (2-3 мл). Після настоювання (2-3 хв) екстракт фільтрують. Екстракцію пігментів продовжують невеликими порціями чистого розчинника на фільтрі аж до повного виділення пігментів: останні порції фільтрату, зібрані у пробірку, мають бути безбарвними.

(Ацетон, бензол, петролейний ефір є легкозаймистими та отруйними речовинами! Вдихання їх випарів є небезпечним. Використовуйте витяжну шафу для приготування розчинів. Після контакту зі шкірою добре змити водою з милом!
Ацетон при вдиханні накопичується в організмі. Оскільки він виводиться повільно, можливі хронічні отруєння (ГДК 200 мг/м3). Токсична дія бензолу також проявляється при вдиханні випарів (ГДК 20 мг/м3).
Якщо реактив розлився, його слід негайно зібрати, провітрити приміщення і добре відмити місце від залишків. Для цього слід одягнути гумові рукавиці й, якщо є, респіратор.

Екстракти кількісно переносять в мірну колбу на 25 мл і об’єм витягу доводять до мітки чистим ацетоном. Отриманий витяг містить суміш зелених і жовтих пластидних пігментів.
Для кількісного визначення пігментів частину отриманого екстракту наливають у кювету фотоколориметра (10 мм). Іншу кювету заповнюють чистим ацетоном (контроль). Визначають оптичну густину витягу при відповідних довжинах хвиль – 665 нм, 649 та 440 нм (максимуми поглинання хлорофілу a, хлорофілу b та каротиноїдів, відповідно).
Концентрації пігментів розраховують за формулами*:

Са=11,63·D665 – 2,39·D649 (мкг/мл);
Сb=20,11·D649 – 5,18·D665 (мкг/мл);
Ca+b=6,45.D665+17,72.D649 (мкг/мл);
Скарот.=4,695·D440 – 0,268·С a+b (мкг/мл).

*Якщо витяг пігментів отримували за допомогою інших розчинників (100%-ний ацетон, 96%-ний спирт), то вимірювання проводять при інших довжинах хвиль відповідно до формул, наведених у додатку.
Після встановлення концентрації пігменту у витягу, визначають його вміст у дослідному матеріалі, враховуючи об’єм витягу і масу зразка:
де С – концентрація пігментів у мкг/мл;
V – об’єм витягу пігментів у мл;
Р – наважка рослинного матеріалу в г;
А – вміст пігменту в рослинному матеріалі в мкг/г маси сирої речовини.

У нормі вміст хлорофілу листків коливається в межах 500-3000 мкг/г маси сирої речовини, при співвідношенні хл а/хл b =2,5-3,0.
Дані заносять у таблицю:

Варіант
D665
D649
D440
Концентрація пігментів (С), мкг/мл
Вміст пігментів (А), мкг/г маси сирої речовини





Ca
Cb
Ca+b
Скарот,
Аа
Аb
Акарот.














Висновок.


Робота 14
Кількісне визначення феофітину a та b
В екстрактах рослинних пігментів завжди знаходяться невеликі кількості феофітину так само, як і в інтактних листках. Феофітин а є функціональною складовою реакційного центру фотосистеми ІІ, виконуючи функцію первинного акцептора електронів з Р680. Феофітин а і феофітин b утворюються під час екстракції пігментів під дією ендогенних органічних кислот. Цьому процесу запобігає додавання до екстракційної суміші MgCO3 або CaCO3, які нейтралізують кислоти. Кількість феофітину а і b зростає у процесі зберігання екстрактів, причому хлорофіл а є більш чутливим до феофітинізації, ніж хлорофіл b.
Мета роботи: визначити вміст феофітину а та b у рослинній тканині фотоколориметричним методом.
Прилади і матеріали дослідження: витяг пігментів, отриманий у попередній роботі (зберігається в темряві, при низькій температурі!), скляні пробірки, піпетка на 5 мл, 25%-на HCl, фотоколориметр.
Хід виконання роботи
До 5 мл розведеного екстракту пігментів, отриманого у роботі №13, додають 1 краплю 25%-ної HCl, таким чином усі хлорофіли витягу повністю перетворюються до феофітинів.
Після ретельного перемішування вмісту пробірки, вимірюють його адсорбцію при довжинах хвиль 653 нм, 665 і 670 нм. Як контроль застосовують розчинник, використаний для екстракції.
Розраховують концентрації феофітину а (Сpha), феофітину b (Сphb) за такими формулами (концентрація (С) виражена в мкг пігменту на мл екстракту):

Сpha = 22,42 D665 – 6,81 D653 (мкг/мл);
Сphb = 40,17 D653 – 18,58 D665 (мкг/мл).

За різницею концентрацій хлорофілу а та b, визначених у попередній роботі, та феофітинів вираховують вміст феофітинів а та b у вихідному екстракті.
Розраховують вміст феофітинів (Аphа і Аphb) на 1 г сирої речовини рослинної тканини (див. попередню роботу).
Дані заносять у таблицю:


Варіант
D665
D653
Концентрація феофітинів у розчині (С1), мкг/мл
Вихідна концентрація феофітинів у витягу (С0=С1-Схл), мкг/мл
Вміст пігментів (А), мкг/г сирої речовини




Cpha
Cphb
C0pha
C0phb
Аphb
Аphа












Висновки.


Робота 15
Виявлення та оптичні властивості фікобілінів
Фікобіліни – червоні і сині пігменти деяких водоростей. Їхня складна молекула утворена білком і розгорнутим ланцюгом тетрапірола (хромофора). Одна молекула білка може зв’язувати кілька хромофорних груп. Серед фікобілінів розрізняють сині – фікоціаніни, червоні – фікоеритрини та аллофікоціанін. Фікоціанін – блакитний хромопротеїн водоростей Cyanophyta, який легко можна виявити, зруйнувавши решту барвників концентрованою оцтовою кислотою (метод Моліша). Фікоеритрини містяться у таломах морських і прісноводних червоних водоростей (Rhodophyta), їх можна експериментально виділити, спричинивши вихід пігменту у середовище, внаслідок загибелі клітин. Доказом того, що червоне забарвлення середовища спричинене надходженням саме фікоеритринів із клітин червоних водоростей, а не інших пігментів, є їхній спектр поглинання – 498-568 нм із максимумами поглинання у точках 500 і 565 нм.
Мета роботи: експериментально виявити фікоціанін і суміш фікоеритринів та встановити спектр поглинання витягу фікоеритринів.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп; фотоколориметр; годинник; лампа; конічні колби на 100 мл; мірний циліндр на 100 мл; предметні скельця; льодова оцтова кислота; сульфат амонію; CS2; водорості Oscillatoria; червоні водорості.
Хід виконання роботи
І.Виявлення фікоціаніна
Для виявлення фікоціаніну нитки водорості Oscillatoria (які часто можна спостерігати як наліт на стінках занедбаних акваріумів, на камінцях у водоймах тощо) поміщають на предметне скельце в краплю льодової оцтової кислоти. Внаслідок дії кислоти більшість барвників руйнується, а фікоціанін можна розпізнати за гарним блакитним забарвленням.
ІІ. Виявлення і оптичні властивості фікоеритринів
Фрагменти талому морських або прісноводних червоних водоростей Rhodophyta поміщають у воду з невеликою кількістю CS2 і залишають у темряві при кімнатній температурі на одну добу. Фікоеритрин виходить із відмерлих клітин і спричиняє почервоніння води.
Забарвлену воду, що містить пігмент, використовують для визначення спектра поглинання пігментів. Для цього реєструють абсорбцію при довжинах хвиль 480-580 нм з інтервалом 5 нм. При надто великій абсорбцій розчини розводять 10-20-ти кратно водою. Контролем служить вода.
Отримані дані наносять на графік, відкладаючи на осі Х – довжину хвилі, нм, а на осі Y – значення абсорбції, D. На отриманому графіку встановлюють довжини хвиль, при яких спостерігаються піки поглинання світла.
Порівнюють отримані результати із даними літератури.
Висновки.

Робота 16
Абсорбційна здатність каротиноїдів і флавоноїдів, що містяться у квітах
Флавоноїди – група фенольних сполук (близько 4500), які містяться у рослинних тканинах, здебільшого у вакуолях. Більшість із них є пігментами, що визначають колір квіток, деревини та кори рослин. Наявність флавоноїдів типу флавонолів, халконів і ауронів надає тканинам пурпурового, бузкового і синього кольорів. Флавони надають жовтого та оранжевого забарвлення. Таке ж забарвлення тканин зумовлене і наявністю каротиноїдів. Але флавони і флавоноли відрізняються від каротиноїдів положенням максимуму абсорбції. Каротиноїди (за винятком тетрагідрофітоена і фітофлуена) абсорбують в області більше як 410 нм, тоді як флавони в області 240-260 нм, а флавоноли – в області 330-375 нм.
Аналіз рослинних тканин на вміст і склад флавоноїдів застосовується у хемосистематиці рослин.
Мета роботи: за спектрами абсорбції встановити наявність у тканині певного типу пігментів.
Прилади і матеріали дослідження: спектрофотометр; ступка; товкачик; пробірки на 10 мл; лійки; кварцовий пісок; фільтрувальний папір; CaCO3; метанол; різні квіти з жовтим забарвленням пелюсток.
Хід виконання роботи
Зважують по 200 мг пелюсток квітів, розтирають у ступках, додаючи невелику кількість кварцового піску. До гомогенату додають 5 мл метанолу і відфільтровують у пробірки.
За допомогою спектрофотометра реєструють абсорбцію при довжинах хвиль 210-480 нм з інтервалом 10 нм. При надто великій абсорбцій розчини розводять 10-20-ти кратно метанолом. Контролем служить метанол.
Отримані дані наносять на графік, відкладаючи на осі Х – довжину хвилі, на осі Y – значення абсорбції.
За графіками та даними довідників про спектри поглинання каротиноїдів і флавоноїдів визначають наявність певних пігментів у досліджуваних зразках.
Висновки.


Робота 17
Виявлення хлорофілу за наявності антоціанів
Фотосинтезуючі органи рослин завжди містять хлорофіл – основний пігмент, який забезпечує процес уловлювання і перетворення сонячної енергії у світловій фазі фотосинтезу. Проте зелене забарвлення дуже часто маскується наявністю водорозчинних пігментів групи флавоноїдів – антоціанів, що локалізуються у клітинних вакуолях. Прикладом є листки червоної капусти.
За допомогою простих дослідів, які ґрунтуються на різних фізико-хімічних властивостях досліджуваних пігментів, можна довести наявність хлорофілу у незелених листках рослин (винятком є жовте та червоне осіннє листя). Для видалення з тканини антоціанів достатньо порушити цілісність тонопласта, наприклад, шляхом термічної обробки тканини у гарячій воді. Водорозчинні антоціани разом із клітинним соком вийдуть у навколишнє середовище, а хлорофіл залишиться у тканинах листка, оскільки для його екстракції потрібен органічний розчинник (наприклад, спирт). Із водним і спиртовим забарвленими розчинами проводять якісні реакції на наявність певного типу пігментів з додаванням концентрованої соляної кислоти. У кислому середовищі антоціани набувають червоного забарвлення, а хлорофіл перетворюється на феофітин – пігмент бурого кольору.
Мета роботи: навчитися розділяти вакуолярні і пластидні пігменти листка.
Прилади і матеріали дослідження: ступка з товкачиком; хімічний стакан на 400 мл; лійка; набір пробірок; етиловий спирт; фільтрувальний папір; CaCO3, 1N HCl; червоне листя ліщини, листя Coleus hybridus, листя червоної капусти.
Хід виконання роботи
Ізольований листок занурюють у воду і проварюють, додаючи невелику кількість CaCO3 протягом 2-3-хв. Відзначають появу забарвлення води. Листок виймають, а до забарвленої води додають кілька крапель HCl і спостерігають за зміною її кольору.
Проварений листок промивають водою і після підсушування екстрагують пігменти за допомогою етилового спирту. В отриманий спиртовий витяг теж додають кілька крапель HCl. Відзначають колір екстракту.
На основі даних про фізико-хімічні властивості хлорофілів і антоціанів роблять висновки.


Робота 18
Вплив рН середовища на колір антоціанів
У лужному середовищі розчин антоціанів має синє забарвлення. Зі зниженням рН простежується поступова зміна забарвлення: від фіолетового до червоного. В цьому можна пересвідчитися в природних умовах, спостерігаючи за забарвленням фіалки триколірної, гортензії, наперстянки пурпурової, які ростуть на ґрунтах із різним ступенем кислотності. В лабораторних умовах цю залежність можна змоделювати провівши експеримент із витягом антоціанів, який поміщають у середовища з різним рН. Водний витяг антоціанів можна використати також для отримання своєрідного “лакмусу”. Для цього у водний витяг антоціанів занурюють фільтрувальний папір, який потім підсушують у темряві на склі. Одержаний таким способом “лакмусовий” папір перевіряють на дію слабких розчинів лугу та кислоти. В першому варіанті папір синіє, а у другому набуває рожевого забарвлення.
Мета роботи: пересвідчитися експериментально у залежності кольору антоціанів від рН середовища.
Прилади і матеріали дослідження: листя червоної капусти, ступка з товкачиком, лійка, колба на 50 мл, кварцовий пісок, пробірки, піпетки на 1, 10 мл, 1/15 М фосфатні буфери з різним рН (див. додаток).
Хід виконання роботи
Зважують 20 г подрібненого листя капусти і розтирають у ступці, додаючи кварцовий пісок.
До ступки додають ( 30 мл дистильованої води і витяг відфільтровують у колбу.
У пробірках готують по 10 мл фосфатних буферів з рН від 3,6 до 7,4. До кожної з них додають по 0,5 мл водного витягу антоціанів. Спостерігають за зміною кольору пігментів у кожній пробірці залежно від рН буфера.
На основі отриманих результатів пояснюють причину зміни забарвлення пелюсток рослин різного віку та рослин, які ростуть на різних ґрунтах.


Робота 19
Фотосенсибілізуюча роль хлорофілу в реакції перенесення водню
Під час світлового етапу фотосинтезу відбувається розщеплення (фотоліз) води за участю фотосистеми ІІ. У ФС І відновлюється НАДФ за рахунок приєднання
· та Н+. Хлорофіл сприяє перенесенню
· та Н+ на НАДФ і виконує, таким чином функцію фотосенсибілізатора.
Екстрагований із зелених листків хлорофіл може бути сенсибілізатором окисно-відновних реакцій у модельних системах, в яких є донори та акцептори електронів. Наприклад, за дії світла розчин хлорофілу фотосенсибілізує перенесення
· від аскорбінової кислоти (донора) до метилового червоного (акцептора), який у відновленій формі стає безбарвним. Відбувається реакція:
АН2 + М 13EMBED Equation.31415ДАК+МН2,
де А – аскорбінова кислота;
ДАК – дегідроаскорбінова кислота;
М – метиловий червоний.

Для того, щоб переконатися у тому, що відновлення метилового червоного є реакцією, фотосенсибілізованою хлорофілом, здійснюють контрольні досліди з вимкненим світлом, відсутністю аскорбінової кислоти чи хлорофілу.
Мета роботи: на модельному досліді переконатися, що хлорофіл володіє фотосенсибілізуючою активністю.
Прилади і матеріали дослідження: потужне джерело світла (не менше 200 Вт); 4 пробірки (10 мл); мірний циліндр на 10 мл; гумові корки; плоска скляна посудина, заповнена водою; 80%-ний етиловий спирт; аскорбінова кислота кристалічна; спиртовий розчин метилового червоного; темний папір; витяг пігментів із зеленого листка у 80%-ному етиловому спирті.
Хід виконання роботи
Беруть чотири пробірки: у три наливають по 5 мл спиртового витягу хлорофілу, а в четверту – 5 мл етилового спирту.
В першу, другу і четверту пробірки вносять по 50 мг кристалічної аскорбінової кислоти. У всі пробірки з хлорофілом додають краплями відфільтрований розчин метиленового червоного до появи червоно-бурого забарвлення. У четвертій пробірці забарвлення має бути яскраво-рожевим.
Другу пробірку закривають темним папером.
Всі пробірки виставляють на яскраве освітлення. Між лампою та пробірками встановлюють водяний фільтр для поглинання теплового випромінювання.
Через 10-15 хв спостерігають за зміною забарвлення в кожній із пробірок

Пробірка
Склад реакційної суміші
Умови
Зміна забарвлення розчину

1
Хлорофіл + аскорбінова кислота + метиловий червоний
Інтенсивне освітлення


2
Хлорофіл + аскорбінова кислота + метиловий червоний
Темрява


3
Хлорофіл + метиловий червоний
Інтенсивне освітлення


4
Спирт + аскорбінова кислота + метиловий червоний
Інтенсивне освітлення



На основі цього модельного досліду роблять висновок про роль хлорофілу в реакції відновлення (в цьому випадку метилового червоного).


Робота 20
Реакція Хілла
Ізольовані хлоропласти, завдяки наявності хлорофілу, здатні поглинати світлову енергію і відновлювати низку сполук, наприклад: 2,6-дихлорфеноіндофенол (хімічний акцептор водню) чи K3Fe(CN)6. У реакції відновлення залучена фотосистема ІІ.
Мета роботи: ізолювати фракцію хлоропластів сім’ядоль огірка, провести реакцію Хілла з використанням K4Fe(CN)6 або 2,6-дихлорфеноіндофенолу.
Прилади і матеріали дослідження: центрифуга з охолодженням; фотоколориметр; промивалка; марля; алюмінієва фольга; ступка з товкачиком; 4 скляних пробірки; 2 пластмасових центрифужних пробірки; хімічний стакан на 50 мл; піпетки на 1, 5 та 10 мл, 0,1 М Tris-HCl рН 7,2 з додаванням 0,4 М сахарози, 0,1 М MgCl2; 0,33 мM 2,6-дихлорфеноіндофенол; 1%-ний K3Fe(CN)6; 1%-ний K4Fe(CN)6; 0,5%-ний FeCl3; аскорбінова кислота кристалічна; сім’ядолі 5-6-ти добових рослин огірка.
Хід виконання роботи
І. Отримання осаду, збагаченого хлоропластами
Зважують 2 г сім’ядоль огірка і розтирають в охолодженій ступці. До гомогенізованої тканини додають 10 мл 0,1 М Tris-HCl рН 7,2, що містить 0,4 М сахарозу, 0,1 М MgCl2 і ще раз розтирають.
Гомогенат відфільтровують через 4 шари марлі в охолоджений хімічний стакан. Фільтрат розділяють на дві проби у центрифужні пробірки, які після зрівноваження на технічній вазі, центрифугують протягом 10 хв при 4000 об/хв.
Супернатант відкидають, а осад у кожній пробірці суспендують у 0,1 М Tris-HCl буфері (рН 7,2. ). Це і є субклітинною фракцією, збагаченою хлоропластами.
ІІ. Реакція Хілла
а)
Суспензію, що містить хлоропласти, переносять до двох скляних пробірок. У обидві пробірки вносять по 1 мл 1%-ного K3Fe(CN)6. Вміст пробірок струшують і залишають на 15 хвилин: один варіант на світлі, другий – у темряві.
Паралельно у двох інших пробірках проводять такі реакції:
1 мл K3Fe(CN)6 + 1 крапля 0,5% FeCl3;
1 мл K4Fe(CN)6 + 1 крапля 0,5% FeCl3
Ту ж саму реакцію проводять із вмістом пробірок, які попередньо були поміщені на світло або в темряву. До обох сумішей додають по краплі 0,5%-ного FeCl3 і, не вимішуючи вмісту, відмічають забарвлення.
б)
До двох скляних пробірок додають по 0,3 мл 0,33 мM 2,6-дихлорфеноіндофенолу і по 5 мл 0,1 М Tris-HCl (рН 7,2) із 0,4 М сахарозою. Одну з пробірок щільно обгортають алюмінієвою фольгою. В обидві пробірки додають по 0,1 мл суспензії хлоропластів. До третьої пробірки (контроль) вносять 5,3 мл 0,1 М Tris-HCl рН 7,2 із 0,4 М сахарозою та 0,1 мл суспензії хлоропластів.
Вміст пробірок перемішують, закривають корками і поміщають у хімічний стакан з водою, розміщений на відстані близько 20 см від лампи (100 Вт). Пробірки освітлюють протягом 5 хвилин.
Вимірюють екстинкцію забарвленого розчину при
·=625 нм. Як контроль використовують воду.
Від значень екстинкції, отриманих для зразків, що містять 2,6-дихлорфеноіндофенол віднімають значення екстинкції контрольного зразка і за формулою вираховують концентрацію 2,6-дихлорфеноіндофенолу в освітленому і затемненому зразках:
С(2,6-дихлорфеноіндофенолу) = D620
·630 (нмоль/л)
Окиснений 2,6-дихлорфеноіндофенол має синє забарвлення, відновлений – безбарвний. Різниця між вмістом 2,6-дихлорфеноіндофенолу у пробірках, інкубованих у темряві і на світлі, визначає інтенсивність реакції Хілла.
Висновки.


Робота 21
Визначення інтенсивності фотосинтезу
Інтенсивність фотосинтезу можна оцінювати за кількістю поглинутого вуглекислого газу чи виділеного кисню, або ж за кількістю органічної речовини, синтезованої за певний проміжок часу. Метод, описаний у роботі, ґрунтується на врахуванні СО2, який поглинається дослідним листком. Визначення проводять у закритій посудині. Листок рослини поміщають у скляну колбу і витримують під різним освітленням. Контрольна колба служить для визначення початкового вмісту СО2 у повітрі: початковий вміст СО2 в контрольній колбі буде рівним початковому вмісту СО2 в досліді. При різних об’ємах контрольної і дослідної колб вносять відповідну поправку. Різниця у вмісті СО2 в повітрі колби до і після досліду характеризує кількість вуглекислого газу, поглинутого рослиною в процесі фотосинтезу.
Якщо інтенсивність фотосинтезу потрібно встановити з високою точністю, дослід виконують тричі і, окрім цього, враховують процес дихання. Для цього проводять такий самий дослід, закриваючи колбу (для уникнення фотосинтезу) світлонепроникним чохлом (чорний всередині, білий ззовні).
Мета роботи: експериментально визначити кількість вуглекислого газу, засвоєного листком у процесі фотосинтезу за одиницю часу.
Прилади і матеріали дослідження: бюретка; торзійна або електронна вага; лезо (скальпель); електрична лампа (200 Вт); конічні або плоскодонні колби (250 мл), пробірки на 4 мл; по 2 шт. на 1 варіант; гумові корки або Parafilm; ножиці; папір; фенолфталеїн у крапельниці; 0,02н розчин Ва(ОН)2; 0,02н HCl; листки форзиції або фуксії.
Хід виконання роботи
Перед дослідом 2 колби (дослід і контроль) ставлять у однакові умови і залишають відкритими протягом 20-30 хвилин для заповнення повітрям однакового складу.
Зрізають листок рослини. Лезом або скальпелем оновлюють зріз під водою і поміщають у пробірку з водою. Пробірку переносять у дослідну колбу. Обидві колби одночасно закривають корком або плівкою Parafilm. Колби ставлять на світло і фіксують час.
Через 15-20 хв пробірку з листком виймають, а колбу швидко закривають. Контрольну колбу також відкривають на кілька секунд.
Визначають площу листка ваговим методом. Для цього вирізають паперовий контур листка, зважують його з точністю до 0,001 г; паралельно визначають масу квадрата такого ж паперу з відомою площею, наприклад, 1 см2. За пропорцією визначають площу листка.
Аналізують повітря у колбах: у кожну колбу через отвір у корку наливають по 2-3 краплі фенолфталеїну і по 20 мл розчину Ва(ОН)2. Барит вступає в реакцію з вуглекислим газом відповідно до рівняння:
Ва(ОН)2 + CO2 = BaCO3 + H2O
Для збільшення площі контакту Ва(ОН)2 з CO2 обережно змочують цим розчином внутрішні стінки колб та періодично струшують вміст протягом 20-ти хвилин.
Надлишок бариту через отвір у корку чи в плівці Parafilm відтитровують HCl до зникнення рожевого забарвлення фенолфталеїну:
Інтенсивність фотосинтезу в мг СО2, поглинутого за годину на 1 дм2 поверхні, розраховують за формулою:
13EMBED Equation.31415,
де А – об’єм (мл) НCl, який був використаний на титрування бариту в контролі;
В – об’єм (мл) НCl, який був використаний на титрування бариту в досліді;
0,44 – кількість мг CO2, що відповідає 1 мл 0,02н розчину HCl;
60 – коефіцієнт перетворення хвилин у години;
s – площа листка у дм2;
t – час експозиції, хв.
Барит при тривалому зберіганні може змінювати титр, тому перед титруванням встановлюють співвідношення між розчинами бариту і соляної кислоти, і, якщо потрібно, розраховують поправку до титру.
Результати досліду заносять у таблицю:

Варіант досліду
Об’єм колби, мл
Загальний об’єм бариту
Об’єм бариту, зв’язаного з СО2
мг СО2 у колбі
Поглинуто СО2 у ході фотосинтезу
Інтенсивність фотосинтезу, мг СО2/дм2·год



мл
мл, з поправкою до титру

до досліду
після досліду



Дослід









Контроль









Висновок.


Робота 22
Фотосинтез та утворення крохмалю у листкових дисках пеларгонії
Добре зволожені рослини Pelargonium, поміщені у темну камеру на два дні, використовують запаси крохмалю своїх листків. Водночас через два дні рослина і клітини листка ще залишаються живими і життєздатними. Якщо із такого листка за допомогою коркового свердла вирізати диски, то можна дослідити їхню здатність до синтезу крохмалю у різних умовах. В обезбарвлених листках крохмаль, взаємодіючи з розчином йоду, буде забарвлюватися у темно-синій колір. У роботі рекомендуємо використовувати сортову пеларгонію із білими плямами на листках.
Мета роботи: оцінити характер впливу умов освітлення рослини і підживлення її цукрами в темряві на процес фотосинтезу.
Прилади та матеріали дослідження: коркове свердло (7–8 мм у діаметрі); дерев’яна підставка; лампа; темна камера; газовий пальник або спиртівка; 4 невеликі чашки Петрі; колба на 400 мл; колба на 100 мл для використаного етанолу; 8 дослідних пробірок; маркер або склограф; 5%-ний розчин глюкози (100 мл); етанол (100 мл); розчин йодистого калію (50 мл).
Хід виконання роботи
Із попередньо позбавленої крохмалю рослини Pelargonium вибирають кілька листків, що мають максимально великі білі плями.
4 чашки Петрі позначають літерами A, Б, В та Г. Наполовину заповнюють A та Б 5%-ним розчином глюкози, а В та Г – дистильованою водою.
За допомогою коркового свердла із листків обережно вирізають по вісім білих і зелених дисків. Для зелених дисків вибирають найбільш інтенсивно забарвлені ділянки.
У кожну чашку Петрі занурюють по два зелених і два білих диски .Чашки A та В поміщають на відстані 20 см від лампи (40Вт); а Б та Г – у темряву. Залишають на 24 години. Якщо є необхідність залишити їх на більш тривалий період, то через 24 години чашки обгортають темним папером або фольгою і переносять у холодильник аж до часу визначення.
Позначають 8 дослідних пробірок як Aзел., Aбіл., Бзел., Ббіл., Взел., Вбіл. та Гзел., Гбіл. для листкових дисків із чашок Петрі A,Б,В та Г відповідно (де зел. = зелені, і біл. = білі диски). Обережно переносять диски у відповідні пробірки.
До кожної пробірки вносять по 5мл води. Стежать, щоби диски були занурені у воду. Нагрівають дослідні пробірки на киплячій водяній бані (стакан на 400 мл із 250 мл води). Через 5 хвилин вимикають газ чи гасять полум’я спиртівки, не забираючи стакан із киплячою водою. За допомогою тримача з кожної пробірки швидко і обережно зливають воду і, замість води, заповнюють їх етанолом на 1/3 об’єму. Пробірки з етанолом знову переносять на водяну баню. Залишають листкові диски в киплячому етанолі на 5 хвилин.
За цей час аркуш білого паперу розділяють олівцем на 8 частин і позначають їх так само, як пробірки, тобто Aзел., Aбіл. і т.д.
Із дослідних пробірок зливають спиртовий розчин пігментів, додають туди теплу воду з водяної бані. Після того, як листки зм’якнуть, їх переносять на папір відповідно до позначок. Далі на кожен листковий диск наносять по три краплі розчину йодистого калію, і через 3 хвилини фільтрувальним папером видаляють надлишок барвника. Оцінюють забарвлення дисків. Результати заносять у таблицю.
У висновках будують гіпотезу для пояснення результатів, отриманих у ході експерименту.


Робота 23
Визначення стану продихів методом відбитків
Процес фотосинтезу значно залежить від інтенсивності газообміну рослини, який здійснюється за участю продихового апарату. Продихи головно розміщені на нижній поверхні листка, їхня кількість залежить від багатьох факторів. Метод відбитків дає змогу встановити кількість, розмір продихів, ступінь відкритості, а також виміряти ширину продихових щілин. Для цього на поверхню листка наносять тонкий мазок розчину колодію чи манікюрного лаку. Після випаровування розчинника на листку утворюється плівка, на якій відбивається епідерміс з продихами. Цей метод можна застосовувати не тільки в лабораторних, але й у польових умовах (у цьому випадку відбитки зберігають у пробірках з водою аж до часу визначення). Проте цей метод непридатний для дослідження листків, продихи яких заглиблені в епідерміс, як, наприклад, алое, оскільки відбиток із таких листків отримати неможливо.
Мета роботи: дослідити вплив ярусності та умов освітлення на кількість і ступінь відкритості продихів листків різних рослин.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп; пінцет; тонка скляна паличка; предметні скельця; колодій (аптечний), розчинений в суміші спирту з ефіром (1:7) до консистенції сиропу, або безколірний манікюрний лак, розчинений в ацетоні; кімнатні рослини (деякі рослини або окремі листки за 2-3 год до досліду помістити в темряву).


Хід виконання роботи
На нижню поверхню листка наносять краплю розчину колодію чи манікюрного лаку та за допомогою скляної палички швидко розмащують її тонким шаром. Після повного висихання плівку знімають пінцетом, поміщають на предметне скло і розглядають при великому збільшенні мікроскопа без накривного скла.
При однаковому збільшенні мікроскопа вираховують кількість продихів у полі зору в листках різних ярусів однієї рослини, а також у листках рослин, що ростуть в умовах доброго та поганого освітлення.
Зарисовують типову будову продихів.
Результати дослідження заносять у таблицю:

Рослина
Листок
Умови
Кількість продихів
Загальна кількість продихів у полі зору мікроскопа




відкриті
напіввідкриті
закриті



нижній
світло
темрява






верхній
світло
темрява






Роблять висновок про вплив ярусності та умов освітлення на кількість і ступінь відкритості продихів, їхнє значення для процесів газообміну рослин.





Робота 24
Перерозподіл калію, пов’язаний із рухами продихів
Основним чинником, який регулює рух продихів, є зміна тургору замикаючих клітин. Сучасні уявлення про продихову регуляцію пов’язані з роботою К+-йонних помп та калієвих каналів, які забезпечують перерозподіл калію між замика-ючими клітинами продихів і сусідніми епідермальними кліти-нами. Було доведено, що на світлі, завдяки процесам активно-го мембранного транспорту, в замикаючих клітинах концен-труються осмотично активні йони К+ та супутні їм аніони. Це забезпечує надходження води у ці клітини, зростання тургору і відкриття продихів. У темряві йони К+ виходять із замикаючих клітин до сусідніх клітин, що супроводжується відтоком води і закриттям продихів. Різницю у розподілі К+ в рослинній ткани-ні можна простежити за допомогою методу, що базується на утворенні жовтого кристалічного осаду солі К2Na [Со(NO2)6] при взаємодії з йонами калію кобальтнітриту натрію:
Na3[Со(NO2)6] + 2K+ К2Na [Со(NO2)6] + 2Na+
Для виявлення цього осаду препарат обробляють сульфідом амонію, що дає змогу отримати коричневий осад сульфіду кобальту в місцях насичення калію.
Мета роботи: простежити за рухом продихів і перерозподілом йонів К+ у продихових клітинах залежно від умов освітлення.
Прилади і матеріали дослідження: мікроскоп; кристалізатори з льодом (снігом); леза; скляні палички; ступки; предметні скельця; накривні скельця; інкубаційне середовище (див. додаток, с. 77); бідистильована вода, насичений розчин сульфіду амонію; 50%-ний розчин гліцерину, 14-добові проростки бобів, квасолі, гороху, вівса або рослини традесканції.
Хід виконання роботи
У роботі використовують рослини із різним ступенем відкритості продихів. Для цього частину дослідних рослин підливають і витримують на світлі протягом 1-2 год, а іншу – не підливають і поміщають у темряву, щоб продихи закрилися. Рослинні об’єкти з відкритими продихами можна отримати й іншим шляхом. За годину до початку досліду нарізають смужки листка, переносять їх у заповнені водою ступки і освітлюють настільною лампою.
3 нижнього боку листової пластинки дослідних об’єктів, на відстані 2-х см один від одного, роблять поверхневі надрізи під прямим кутом до центральної жилки і відділяють смужки епідерми. Щоб позбавитися позаклітинного калію епідерму поміщають на 2-3 хв у ступки з охолодженою бідистильованою водою.
Препарати переносять на 5-7 хвилин у посудину з охолод-женим інкубаційним середовищем після чого промивають їх у ступці охолодженим бідистилятом протягом 1-3 хвилин.
Враховуючи те, що кристали натрієво-калієвої солі кобальтазотистої кислоти при температурі 20-25°С частково розчиняються, посуд з інкубаційним середовищем та ступки з водою слід помістити у лід (сніг).
Дослідні препарати розглядають під мікроскопом у суміші 50%-ного гліцерину і насиченого розчину сульфіду амонію (1:1). Зарисовують розподіл йонів калію у продихових клітинах рослин з відкритими та закритими продихами.
Висновки.

КОНТРОЛЬНІ ЗАПИТАННЯ

Хлоропласти світлолюбних і тіневитривалих рослин мають відмінності у будові Які ознаки, пов’язані з умовами життя, характерні для хлоропластів тіневитривалих рослин?
Які результати дали електронно-мікроскопічні дослідження ультраструктури мембран тилакоїдів?
Які ознаки в будові хлоропластів свідчать на користь ендосимбіотичної теорії їхнього походження?
Чому розчини хлорофілу високої концентрації мають темно-червоне забарвлення?
До яких трьох класів органічних речовин можна віднести хлорофіл?
В бічному ланцюгу IV пірольного кільця молекули хлорофілу мають спиртовий радикал, довжина якого майже вдвічі перевищує розмір порфіринового ядра, а маса становить близько половини цього кільця. Які властивості пов’язані із цією частиною молекули?
Які властивості молекул каротиноїдів і хлорофілів є для них спільними, і визначають високу здатність взаємодіяти з квантами світла?
Чому каротини, ксантофіли і каротиноїдні кислоти мають різну розчинність у полярних розчинниках?
Виявлено, що в хлоропластах енергію поглинутих квантів світла на хімічні процеси передає не окрема молекула пігменту, а цілі агрегати пігментів – дві фотосистеми (ФС). У кожній із них реакційний центр утворений спеціальною молекулою хлорофілу, до якої надходить енергія, поглинута 200-300 молекулами допоміжних пігментів, що утворюють цю ФС. У ФСІ такою молекулою є хл а, який поглинає світло з довжиною хвилі 700 нм, а в ФСІІ – хл а 680. Інші молекули хлорофілів і каротиноїдів виконують світлозбиральну функцію і передають енергію квантів світла на реакційний центр. Які переваги мають пігментні системи порівняно із відокремленими молекулами пігментів?
Чи потрібен СО2 в процесі утворення АТФ і NADPH2 в ході фотосинтезу?
Як експериментально довести необхідність СО2 для фотосинтезу?
Як експериментально можна встановити приналежність рослини до С4- чи С3-типу?
Скільки органічної речовини синтезує рослина, що має площу листкової поверхні 2м2, за 15 хвилин, якщо відомо, що інтенсивність фотосинтезу є рівною 20 мг/дм2·год?
Компенсаційний пункт тіневитривалих рослин становить 0,5-1% від повного денного освітлення, а в світлолюбних – 3-5%. Що є причиною таких розбіжностей?
У процесі фотодихання утворюються амінокислоти. Чому в такому випадку цей процес вважають неефективним?
Якою є функція Mn-вмісного білка, асоційованого із фотосистемою II?
В яких умовах C3 рослини можуть мати переваги над рослинами C4 типу?
В яких органах і органелах рослини утворюється крохмаль?
Чи можливе утворення крохмалю в листках без хлорофілу?
Чи утворюється крохмаль у безхлорофільних білих ділянках листків численних декоративних рослин, наприклад, хлорофітума, дифенбахії, сансів’єри?

РОЗДІЛ IV. ДИХАННЯ РОСЛИН

Робота 25
Виявлення дихальних ензимів у рослинних об’єктах
Реакції дихання за своєю природою є ензиматичними. Ензими, що залучені в окисно-відновні реакції дихання можна розділити на три групи: І дегідрогенази (дегідроаскорбатоксидаза); ІІ оксидази (цитохромоксидаза, поліфенолоксидаза, ксантиноксидаза); ІІІ ензими – проміжні переносники електронів (цитохроми). Дегідрогенази – двокомпонентні ензими, які здійснюють дегідрування дихального субстрату, бувають аеробного і анаеробного типу. Акцептором водню від анаеробних дегідрогеназ є ензими проміжного перенесення електронів (водню) дихальним ланцюгом і аеробні дегідрогенази. Акцептором водню від аеробних дегідрогеназ є кисень, хінони і термінальні цитохроми дихального ланцюга.
Прилади і матеріали дослідження: водяна баня, газовий пальник або спиртівка чашки Петрі, пінцет, здорові бульби картоплі, яблуко, цвітна капуста, 3% і 0,1% розчини H2O2, 0,5% водний розчин трифенілтетразолію хлориду (ТТХ).
Хід виконання роботи
Шкірку картоплини розрізають на тоненькі смужки з вічками; для кожного варіанта готують по дві смужки – дослід і контроль. Контрольну смужку за допомогою пінцета занурюють на 5 хвилин у киплячу воду (щоб інактивувати ензими), після чого обидві смужки поміщають у чашки Петрі.
Оксидази. Смужки заливають свіжо приготованим 2%-ним спиртовим розчином гваяколу і через 15 хвилин на дослідному фрагменті виявляють блакитне забарвлення, зумовлене окисненням гваяколу.
Пероксидази. Як і у попередньому досліді, на смужки шкірки картоплини спершу наливають розчин гваяколу, який згодом заміщують на 0,1%-ний H2O2. Якщо блакитне забарвлення з’являється швидше, ніж у випадку виявлення оксидаз, то це свідчить про наявність пероксидази.
Каталаза. Шкірки картоплини заливають 3%-ним розчином Н2O2, якщо над дослідною смужкою з’являється піна (внаслідок виділення кисню), то це свідчить про активність каталази.
2Н2О2 13EMBED Equation.314152Н2О + О2
Дегідрогенази. Дослідну смужку, обробляють 0,5%-ним ТТХ. За наявності дегідрогеназ шкірка протягом 15-ти хвилин забарвлюється у червоний колір: ензими відновлюють тетразол до червоного формазану.
“Дихальні хромогени”. Дослідна смужка (жива) стає брунатною на повітрі внаслідок окиснення ароматичних амінокислот (наприклад, тирозину). Реакція відбувається за участю Cu-вмісної тирозинази; темне забарвлення зумовлене утворенням попередників меланіну.
Поліфенолоксидази. Свіжозрізаний шматок цвітної капусти у кількох місцях дотикають до гарячого предмета, намащують розвареною масою з яблука і додають кілька крапель Н2O2. На не нагрітих ділянках через кілька хвилин з’являється брунатне забарвлення. Внаслідок варіння в тканині яблука руйнуються поліфенолоксидази, тоді як тирозин і поліфеноли зберігаються. Водночас, тканина капусти містить поліфенолоксидази, але не має відповідного субстрату. Після нагрівання відбувається локальне знищення ензиму, на інших ділянках внаслідок реакції субстрату яблука і ензиму із капусти з’являється забарвлення.
Висновки.

Робота 26
Визначення величини дихального коефіцієнта
У процесі дихання рослини для окиснення використовують різні субстрати. Величина дихального коефіцієнта (ДК), що визначається як відношення кількості виділеного СО2 (в молях) до кількості поглинутого О2, залежить від ступеня окиснення дихального субстрату. Якщо субстратом для окиснення є вуглеводи, то ДК=1, якщо речовини, більш відновлені, ніж вуглеводи, то ДК(1, якщо менш відновлені – ДК(1. Різну величину ДК найзручніше продемонструвати на диханні насіння, що проростає, з різним типом запасних речовин. ДК визначають за спрощеним методом.
Мета роботи: порівняти величину дихального коефіцієнта насіння рослин із різним типом метаболізму.
Прилади і матеріали дослідження: пробірки з добре підібраними гумовими корками, в які вставлені скляне горизонтальне коліно (див. рис. 1); ножиці; годинник; гліцерин або вазелінова олія; міліметровий папір; фільтрувальний папір; 20%-ний розчин лугу (КОН або NaОН); проросле або набубнявіле насіння пшениці, квасолі, соняшника або рицини.
Хід виконання роботи
Проросле насіння пшениці, квасолі та соняшника або рицини поміщають у пробірку (( до половини) і щільно закривають корком, у який вмонтована вимірювальна трубка.
Вводять у трубку велику краплю гліцерину або вазелінової олії (так, щоб вона зайняла в трубці 1-1,5 см). Пробірку ставлять у штатив і слідкують, щоб трубка була розміщена паралельно до поверхні. Зміна положення краплі у вимірювальній трубці свідчить про зміну об’єму повітря у приладі.
Коли крапля гліцерину відірветься від краю трубки, зазначають час і положення внутрішнього меніска краплі. Через 3 хв знову відзначають віддаль, на яку змістилася крапля. Через рівні проміжки часу роблять 2-3 таких відліки, а потім розраховують середню швидкість руху краплі. Відстань, на яку змістилася крапля (А), і буде тією різницею між об’ємами, поглинутого при диханні О2, і виділеного СО2.
Пробірку відкривають і над насінням пінцетом закріплюють кружечок фільтрувального паперу, змочений розчином лугу (20%-ним КОН або NaOH). Щільно закривають пробірку і знову вводять краплю гліцерину у вимірювальну трубку. Відмічають положення меніска краплі і слідкують за швидкістю її руху. Тепер СО2 поглинається лугом і зміщення краплі (В) зумовлене лише зменшенням об’єму кисню, що використовується під час дихання. Відповідно кількість виділеного СО2 буде визначатися як (В-А). Звідси
13 EMBED Equation.3 1415.

Результати записують у таблицю:

Об’єкт дослідження
Відстань, пройдена краплею за 5 хв, мм
СО2/ О2


без лугу (А)
з лугом (В)



1
2
середнє
1
2
середнє












Теоретично розраховують величини ДК (вважаючи, що ці речовини повністю окиснюються до СО2 та Н2О):
С18Н22О2 – лінолевий тригліцерид (міститься у насінні коноплі);
С12Н22О11 – цукроза;
С55Н104О6 – триолеїн.
Порівнюють значення ДК насіння, що проростає, для олійних, бобових і крохмальних культур. Роблять висновки про речовини, що використовуються в процесі дихання.


Робота 27
Визначення інтенсивності дихання (за методом П. Бойсен-Йенсена)
Інтенсивність дихання визначають за кількістю спожитого кисню або виділеного вуглекислого газу. Метод базується на вимірюванні кількості виділеного рослиною СО2 в замкненому об’ємі. Кількісне визначення СО2 в повітрі можливе завдяки зв’язуванню його розчином Ва(ОН)2, залишок якого відтитровують кислотою.
Мета роботи: визначити та порівняти інтенсивність дихання пророслого насіння різних культур.
Прилади і матеріали дослідження: термостат; термометр; 4 конічних колби на 300 мл; годинник; корки з отвором або плівка Parafilm; мірні циліндри на 20 мл; марля; нитки; 0,02 н Ва(ОН)2; 0,02н НCl, фенолфталеїн; проросле насіння пшениці, гороху, соняшника, квасолі тощо.
Хід виконання роботи
Дослід проводять у конічних колбах місткістю 300 мл. Перед дослідом чотири колби протягом 15-20 хв витримують відкритими, далі закривають корками з отвором або плівкою Parafilm. Одна колба є контрольною і служить для визначення початкового вмісту СО2 у повітрі, у дві інших поміщають досліджувані об’єкти. Це може бути проросле насіння пшениці, гороху, соняшника, квасолі тощо. Можна порівняти дихання половинок насінини із зародком і без нього, насіння живого і прокип’яченого, сухого і пророслого насіння.
У кожну колбу через невеликий отвір наливають по 20 мл 0,02 н Ва(ОН)2 і 2-3 краплі фенолфталеїну. Наважки насіння (4-5 г) поміщають у марлеві мішечки і підвішують їх над розчином за нитку, пропущену між корком і горлом колби. При роботі з зеленими частинами рослин колби потрібно поміщати в темряву, щоб виключити процес фотосинтезу. Колби періодично струшують, щоб зруйнувати плівку ВаСО3, яка утворюється на поверхні розчину.
Під час досліду вуглекислий газ реагує з баритом за рівнянням:
Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 + Н2О
Надлишок бариту титрують 0,02 н розчином НCl до зникнення рожевого забарвлення. При титруванні кінчик бюретки пропускають у отвір корка. Реакція відбувається за рівнянням:
Ва(ОН)2 + 2НCl = BaCl2 + 2Н2О
Різниця між об’ємом соляної кислоти, що йде на титрування бариту в контрольній і дослідній колбах, помножена на 0,44 (кількість мг СО2, що відповідає 1 мл розчину Ва(ОН)2 або 1 мл НCl 0,02 н), відповідає кількості вуглекислого газу, яку виділили рослини при диханні.
Розраховують інтенсивність дихання в мг СО2 за годину на одиницю маси рослини в грамах за формулою з роботи №21.
Четверта колба використовується для визначення інтенсивності дихання при більш високій температурі. В колбу з розчином бариту поміщають досліджуваний об’єкт і ставлять у термостат, температура в якому на 10°С вища від кімнатної. А далі, як описано, визначають інтенсивність дихання. Відношення інтенсивності дихання при температурі термостата до інтенсивності дихання при кімнатній температурі засвідчить у скільки разів зросте інтенсивність дихання при збільшенні температури на 10°С (коефіцієнт Вант-Гофа – Q10).
Отримані результати заносять у таблицю:

Об’єкт


Варіант досліду


Маса зразка, г


Об’єм Ва(ОН)2, мл


Об’єм HCl, мл, витраченої на титрування


Різниця об’ємів НCl контрольної і дослідної колби, мл


Кількість СО2, виділеного в умовах досліду, мг


Інтенсивність дихання, мг СО2/ год на 1 г сирої речовини



Висновок.


Робота 28
Визначення активності каталази в різних рослинних об’єктах за методом Баха та Опаріна
Каталаза (Н2О2: Н2О-оксидоредуктаза) розщеплює токсичний для рослини пероксид водню на воду та кисень. Реакція здійснюється за таким рівнянням:
2Н2О2 13EMBED Equation.314152Н2О + О2
Про активність каталази роблять висновки за кількістю пероксиду водню, що розщепився за дії ензиму, яку визначають титруванням перманганатом калію в кислому середовищі. В контрольному зразку ензим інактивують додаванням Н2SO4.
Відбувається реакція:
5 Н2О2 + 2 KMnO4 + 3Н2SO4 ( 2MnSO4 + K2SO4 + 5O2 + 8Н2О
Кількість розщепленого під дією каталази пероксиду водню визначають за різницею між контрольним і дослідним титруванням.
Мета роботи: навчитися визначати активність каталази, порівняти активність ензиму в насінні та листках рослин.
Прилади і матеріали дослідження: електронні ваги; центрифуга; центрифужні пробірки на 20 мл; мірні пробірки; мірні колби 50 мл; ступки з товкачиками; бюретка; толуол; дистильована вода; Н2О2; 0,1н KMnO4; 10%-на Н2SO4; листки традесканції; насіння пшениці, ячменю.
Хід виконання роботи
1-2 г рослинного матеріалу гомогенізують у ступці, додаючи 0,3 г СаСО3. Доливають 20 мл Н2Одист і знову розтирають до отримання гомогенної маси, яку кількісно переносять у центрифужні пробірки і центрифугують при 5000 об/хв протягом 10 хвилин.
Отриманий супернатант переносять у мірну колбу на 50 мл, додають кілька крапель толуолу і доводять до мітки Н2Одист.
Для аналізу активності ензиму в дві колби наливають по 20 мл витягу. До контрольної колби, для інактивації ензиму, додають 5 мл 10%-ної Н2SO4 .
В обидві колби доливають по 10 мл 0,1н пероксиду водню і залишають при кімнатній температурі. Після додавання реактивів вміст колб добре перемішують. Через 20 хв до дослідної колби додають 5 мл 10%-ної Н2SO4 для інактивації каталази і зупинки окисно-відновної реакції.
Залишок пероксиду водню у кожній колбі титрують 0,1н розчином KMnO4 до появи стійкого рожевого забарвлення, яке не зникає протягом хвилини.
Активність каталази (Х) подають у мкмолях Н2О2, який розщепився за дії ензиму за 1 хв в перерахунку на 1г маси сирої речовини:

13EMBED Equation.31415,
де X – активність каталази;
T – поправка до титру 0,1н KMnO4;
V1 – загальний об’єм екстракту;
V2 – об’єм витягу, взятого для аналізу;
t – час проведення ензиматичної реакції;
n – наважка, г.

Висновок.


КОНТРОЛЬНІ ЗАПИТАННЯ

Порівняйте процеси дихання та фотосинтезу.
За якими ознаками світлові реакції фотосинтезу нагадують дихальний ланцюг?
Рослини в процесі еволюції виробили різні шляхи дихального метаболізму з використанням великої кількості ензиматичних систем, з чим це пов’язано?
Одним із факторів, що впливає на інтенсивність дихання, є вміст у повітрі вуглекислого газу. Чому при його великій концентрації (до 40%) інтенсивність дихання знижується?
Величина дихального коефіцієнта проростків пшениці при вмісті О2 в повітрі 21% була рівною 0,98, при 5% – 0,93, а при 3% – 3,34. Як пояснити таке різке підвищення цього показника?
Як співвідносяться величина дихального коефіцієнта та енергетична ефективність дихання?
Наважка набубнявілого насіння 5 г за 30 хв виділила 5 мг СО2. Вирахувати інтенсивність дихання на 1 г сухої речовини, якщо відомо, що вміст води в насінні становить 30%.
Які речовини забезпечують альтернативні шляхи дихання у рослин?
Порівняйте аеробний та ціанідрезистентний шляхи дихання рослин?
Які процеси будуть здійснюватися за участю спряженого фактора FoF1 у випадку низького рівня протонів у міжмембранному просторі мітохондрій, і порівняно високому у матриксі?
Що буде відбуватися із темпами синтезу АТФ у процесі окисного фосфорилювання, якщо на внутрішні мітохондріальні мембрани подіяти сполуками, які порушують їхню цілісність і призводять до виникнення розривів?
У чому полягає фізіологічне значення того, що в процесах дихання використовується НАД+, а у фотосинтезі – НАДФ+?
Високі концентрації кисню є токсичними для аеробних організмів, у т. ч. і для рослин. Чому?
Знайти подібності і відмінності в інгібуванні дихання рослин СО та СО2?
Де в хлоропластах і мітохондріях локалізовані цитохроми?
Скільки молекул CO2 утворюється в процесі циклу Кребса при окисненні 1 молекули глюкози?
Скільки молекул ATP утворюється при перетворенні 1 молекули пірувату до лактату?
РОЗДІЛ V. МІНЕРАЛЬНЕ ЖИВЛЕННЯ РОСЛИН

Робота 29
Визначення загальної робочої і неробочої адсорбційної поверхні кореневої системи рослин
Поглинання мінеральних елементів рослиною здійсню--ється активно і пасивно. На першому етапі відбувається адсор-бція елементів поверхнею кореневої системи. Загальна адсор-бційна поверхня кореневої системи складається з робочої і не-робочої поверхонь. Робочою вважають ту поверхню, яка ад-сорбує речовини з навколишнього середовища, а потім сорбує їх усередину клітин кореня. Неробочою вважають ту частину поверхні кореня, яка поглинає речовини, але не сорбує їх усередину. При зануренні коренів у будь-який розчин відбу-вається адсорбція молекул чи йонів з розчину у клітинні обо-лонки клітин, а також дифузія по уявному вільному простору (УВП) апопласта. УВП – це міжфібрилярні та міжцелюлярні пори в клітинних оболонках і міжклітинники, доступні для дифузії та йонообмінних процесів розчинених речовин. Якщо припустити, що поверхня кореня рівномірно покривається мономолекулярним шаром адсорбованої речовини, то можна визначити розміри адсорбуючої поверхні.
Відомо, що 1 мг метиленової синьки вкриває мономо-лекулярним шаром 1,1м2 поверхні адсорбента. Кількість його, що адсорбується на поверхні кореневої системи з розчину, можна легко визначити фотоколориметрично за зміною концентрації цього розчину. Відомо також, що при двора-зовому 1,5 хв зануренні кореневої системи у 0,0002н розчин метиленової синьки відбувається адсорбційне насичення неактивної та активної поверхонь. Під час третього занурення метиленова синька поглинається тільки робочою поверхнею, яка раніше вже встигла десорбувати всередину клітини адсорбований барвник. Таким чином, кількість метиленової синьки, поглинутої при першому та другому зануреннях дає можливість обчислити площу загальної адсорбуючої поверхні. Третє занурення – площу робочої поглинаючої поверхні.
Мета роботи: обчислити площу загальної та робочої адсорбуючої поверхонь коренів.
Прилади і матеріали дослідження: фотоколориметр; бюретки з лійками (2 шт.); стакани хімічні скляні (3 шт.); чисті сухі колби на 25 мл (8 шт.); піпетка градуйована на 2-5 мл; мірний циліндр; маркер або склограф; фільтрувальний папір; 0,002 н розчин метиленової синьки (64 мг в 1 л дистильованої води); дистильована вода; 15-добові рослини з добре розвинутою кореневою системою.
Хід виконання роботи
Налити з бюретки в три стакани однакову кількість 0,0002н розчину метиленової синьки. Об’єм розчину в стакані має бути в 10 разів більшим від об’єму кореневої системи. Стакани пронумерувати. Записати об’єм налитого розчину в таблицю.
5-10 рослин зв’язують у пучок так, щоб кореневі шийки знаходилися на одному рівні, обережно підсушують корені фільтрувальним папером і послідовно занурюють до кореневої шийки в три стакани з розчином метиленової синьки на 1,5 хв у кожний. При цьому розчини слід перемішувати, обережно погойдуючи стакан і повертаючи корені рослин. При перенесенні коренів у черговий стакан їх обережно промокають фільтрувальним папером.
За допомогою ФЕК визначають концентрацію метиленової синьки в стаканах після перебування у них коренів. Як стандарт використовують вихідний розчин метиленової синьки, розведений у 10 разів.
Визначають оптичну густину розчинів (екстинкцію – Е) на ФЕК при довжині хвилі 680 нм. Кожен вимір здійснюють трикратно і визначають середнє арифметичне.
Концентрацію дослідних розчинів встановлюють за калібрувальною кривою.
Для побудови калібрувального графіка в сухих колбах готують серію (не менше чотирьох) розведень стандартного розчину і визначають їхню екстинкцію. На міліметровому папері рисують систему координат, відкладаючи по осі абсцис концентрацію розчину, а по осі ординат – екстинкцію, виміряну при 680 нм. Якщо розчини приготовані точно, то всі точки будуть лежати на одній прямій. Дані для побудови калібрувальної кривої заносять у таблицю 1:
Таблиця 1
Концентрація метиленової синьки, мг/мл
0,064 мг/мл
0,0064 мг/мл
0,0064 мг/мл
0,0064 мг/мл

Оптична густина розчину, Е680






Результати досліду заносять у таблицю 2:
Таблиця 2
Об’єкт дослідження
Номер стакана з метиле-новою синькою
Е680
Концентрація метиленової синьки, мг/мл



1
2
3
середнє
стандартний розчин
дослід


1




0,064



2




-”-



3




-”-



Розраховують площу загальної та робочої поверхні кореня. Для цього множать об’єм розчину в стакані на його концентрацію до і після занурення в нього коренів. Отримують кількість метиленової синьки в розчині до і після занурення коренів, а за різницею отриманих величин – кількість барвника адсорбованого кореневою системою. Поглинання метиленової синьки в перших двох стаканах характеризує загальну адсорбуючу поверхню кореня, поглинання в третьому стакані – робочу поверхню. Помноживши кількість мг барвника, що поглинувся, на 1,1, отримують величину поверхні в м2.
Отримані дані заносять у таблицю 3:
Таблиця 3
Об’єм розчину
в стакані, мл
Кількість метиленової синьки, мг
Поглинання метиленової синьки, мг
Поверхня кореня, м2


до занурення
після за-нурення, стакани
із І-го стакана
із ІІ-го стакана
із І-го та ІІ-го стаканів
із ІІІ-го стакана
зага-льна
робоча



1
ІІ
ІІІ




















Висновки.


Лабораторна робота 30
Вплив катіонів та аніонів на набрякання колоїдів усередині та поза клітиною
Агар як полісахарид, має певний негативний поверхневий заряд. З цим пов’язана його здатність інтраміцелярно зв’язувати катіони разом із їхніми гідратаційними оболонками. У випадку аніонів простежується протилежний ефект: вони не адсорбуються частинками агару, зі збільшенням величини йона та його гідратаційної оболонки ступінь набрякання агару знижується в ряду: J ( Br ( Cl (див. рис. 1). Подібні явища відбуваються й у багатій пектиновими речовинами клітинній оболонці.
Ефект дії йонів на набрякання насіння є протилежним до вище-описаного, оскільки катіони не можуть проникнути всередину насінини до речовин, що забезпечують набрякання. Йони із більшим ступенем гідратації конкурують із водою колоїду, і таким чином пригнічують набрякання (див. рис. 2).
Що стосується проникності плазматичних мембран і набрякання протоплазми, то простежується певний антагонізм між фізіологічно важливими катіонами першої і другої груп періодичної системи хімічних елементів. Так, калій є антагоністом кальцію і т.д. У зв’язку з цим важливе значення мають суміші йонів, т.зв. рівноважні розчини солей. Це однаково стосується як рослинних, так і тваринних клітин та тканин. Розчини окремих солей унаслідок одностороннього поглинання йонів протягом тривалого часу є шкідливими.
Мета роботи: встановити характер залежності ступеня набрякання колоїдів клітини від природи йонів зовнішнього розчину.
Прилади і матеріали досліджень: I. Набір пробірок однакового діаметра в штативі, шпатель, мірний циліндр (100 мл), вага, лінійка, агар (дрібнозернистий порошок), 1 M розчини KCl, NaCl, LiCl, KBr, KJ. II. Набір пробірок однакового діаметра в штативі, шпатель, мірний циліндр (100 мл), вага, лінійка, 2 M розчини KCl, NaCl, LiCl, насіння льону.
Хід виконання роботи
До 6-ти пробірок наливають по 20 мл води і розчинів 1 M солей (KCl, NaCl, LiCl, KBr, KJ). Обережно вимішують за допомогою скляної палички і шпателя з 1 г (точно зваженого) порошку агару. Через два дні порівнюють висоту осаду, утвореного набряклим агаром в окремих пробірках.
Зважують по 2 г сухого однорідного насіння льону і поміщають його у чисті пробірки. Заливають водою або 2 M розчинами солей (KCl, NaCl, LiCl) вимішують за допомогою шпателя і палички, забезпечуючи рівномірний доступ вологи до насіння. Стежать, щоб між насінинами не було бульбашок повітря. Наступного дня аналізують результати. Попередньо струшують пробірки і через 5 хв за допомогою лінійки визначають висоту стовпчика насіння. Подібно як у попередньому досліді, найкраще набубнявіло насіння, залите чистою водою (контроль). Це свідчить про те, що розчини солей (більш концентровані) зменшують ступінь набрякання колоїдів обох типів.
Висновки.


Робота 31
Вирощування рослин методом водної культури. Вивчення впливу окремих макроелементів із поживної суміші на ріст рослин
Вирощування рослин на штучних поживних середовищах (водні, піскові культури) широко використовують при вивченні кореневого живлення рослин. Виключаючи з поживного середовища якийсь елемент, можна довідатися, чи потрібен він рослині. Якщо елемент необхідний, то після того, як у рослини вичерпаються власні запаси цього елемента, різко знижується інтенсивність її росту. Рослина перестає рости, може навіть загинути. Тоді як відсутність непотрібного рослині елементу не впливає на ріст.
Видаляючи із суміші сіль, яка містить елемент, фізіологічну роль котрого ми вивчаємо у водній культурі рослин, необхідно замінити її іншою з таким розрахунком, щоб елементи були в такій же кількості, як і в повній суміші, і, щоб розчин мав приблизно такий же осмотичний тиск.
Для постановки досліду з виключенням окремих елементів зазвичай використовують проростки кукурудзи, бобу чи інших сільськогосподарських рослин. Однак велика кількість запасних речовин у насінинах цих рослин веде до того, що чітку різницю між варіантами досліду можна помітити лише при його великій тривалості. Кращі результати отримують, використовуючи живці традесканції, які доволі невибагливі і не містять великих запасів необхідних рослині елементів.
Мета роботи: показати, як впливає на ріст рослин відсутність окремих елементів мінерального живлення.
Прилади і матеріали дослідження: технічна вага з різноважками; склограф, універсальний індикатор; мірні колби на 1000 мл, 3 шт.; градуйована піпетка на 5 мл; вегетаційні посудини для висаджування водних культур (500 мл, 8 шт.); Ca(NO3)2, KH2PO4, KH2PO4 ЧH2O, KCl, MgSO4, MgSO4(7H2O, H3BO3; розчини цитрату заліза 0,5% (2%); 0,1н НCl, 0,1н NаОН; Н2Одист.; живці традесканції довжиною 10-15 см, зрізані з верхівок пагонів і висаджені для вкорінення за два тижні до постановки досліду в промитий пісок.
Хід виконання роботи
Готують поживні суміші за схемою, наведеною у додатку (див. стор. 75).
Для цього наважки відповідних реактивів переносять в мірну колбу об’ємом 1л, наливають дистильованої води приблизно половину об’єму колби і після повного розчинення доводять водою до мітки. Перемішують розчин і переливають у чисту пляшку. За допомогою універсального індикатора визначають рН приготованих розчинів і доводять його нейтрального, додаючи краплями 0,1 н розчин НСl або NaОН.
Посудини, призначені для вирощування водних культур, нумерують (по дві для кожного варіанта), заповнюють поживними середовищами, не доливаючи до краю 2-3 см, накривають кришками з отворами.
Однакові вкорінені живці традесканції обережно виймають з піску, споліскують кореневу систему дистильованою водою, вставляють в отвір кришки вегетаційної посудини і за допомогою смужки негігроскопічної вати щільно закріплюють стебло, не допускаючи його стискання. Корені мають бути занурені в розчин, а ватна прокладка залишатися сухою.
Посудини поміщають у теплицю або біля вікна. Два рази на тиждень доливають замість випаруваної води дистилят і продувають через них гумовою грушею повітря протягом 2-3 хв (замість продування можна додавати 3-4 краплі 3%-ного розчину Н2О2, внаслідок розщеплення якого утворюється молекулярний кисень). Спостерігають за ростом і зовнішнім виглядом рослин. Дослід закінчують тоді, коли буде проявлятися різниця між варіантами. Результати записують у таблицю.

Варіант досліду
Висота рослини, см
Розмір новоутворених листків, см
Забарвлен-ня листків



довжина
ширина








Висновки.


Робота 32
Вплив фізіологічно кислих та лужних солей на ріст рослин
Рослини нерівномірно поглинають йони із розчину солей, що призводить до зміни рН середовища у якому вони ростуть (наприклад, рН поживного середовища). У зв’язку із цим розрізняють фізіологічно кислі, фізіологічно лужні та фізіологічно нейтральні солі, які по-різному впливають на ріст і розвиток рослин.
Фізіологічно кислими називають такі солі, з яких рослини інтенсивніше поглинають катіони. Наприклад, з розчину (NH4)2SO4 рослини швидше поглинають йони NH4+, виділяючи в обмін катіони Н+, що підкислює середовище. Фізіологічно лужними називають солі, з яких інтенсивніше поглинаються аніони. Так, з розчину NaNO3 рослина поглинає аніон NO3-, виділяючи в середовище HCO3-, який разом із Na+, що залишився у розчині, підлужнює середовище. Фізіологічно нейтральними називають солі, в яких обидва йони поглинаються із однаковою швидкістю. Наприклад, NH4NO3. В даному випадку рН поживного середовища не змінюється.
Мета роботи: встановити характер впливу рН середовища на ріст та розвиток рослин.
Прилади і матеріали дослідження: 4 посудини з кришками для вирощування рослин у водній культурі; 2 плоскодонних колби на 1 л; 2 піпетки на 5 мл; набір пробірок; вага; термостат; сушильна шафа; універсальний індикаторний папір; вата; солі для виготовлення поживних середовищ (див. додаток стор. 75);10 - добові рослини помідора або пшениці.
Хід виконання роботи
Готують по 1 л поживних середовищ відповідно до складу поданого в додатку: а) поживне середовище із фізіологічно кислими солями, б) поживне середовище із фізіологічно лужними солями.
Встановлюють рН обох середовищ і закладають дослід у двох повторностях. Для цього посудини з кришками для вирощування рослин у водній культурі об’ємом 0,5л заповнюють відповідним розчином солей і висаджують рослини. Як контроль використовують нейтральне поживне середовище.
Через тиждень визначають кінцеве значення рН середовища, описують зовнішній вигляд рослин і визначають масу сирої та сухої речовини. Хід визначення маси сухої речовини описаний у додатку (стор. 75).
Результати заносять у таблицю. Роблять висновки.


Робота 33
Мікрохімічний аналіз золи (попелу) рослин
Мінеральні елементи, що входять до складу рослинного організму, систематизують за їхнім кількісним вмістом, з одного боку, на макро- та мікроелементи, з іншого – на органогени (N, C, H, O) і зольні елементи. Органогени складають 95% маси сухої речовини рослинних тканин. Решту 5% припадає на зольні елементи. Про мінеральний склад рослин свідчить склад попелу, який залишається після спалювання органічних речовин, і містить окисли цілої низки елементів.
У різних частинах рослини міститься неоднакова кількість живих клітин, тому кількість золи в них теж різна. Наприклад, у листках є більше зольних елементів, ніж у коренях, стовбурі та корі. Грунтово-кліматичні, агротехнічні умови вирощування рослин, а також вид, сорт, особливості досліджуваних тканин впливають на вміст та склад зольних елементів. Певні види рослин мають здатність нагромаджувати окремі елементи. Так, концентрація бору в листках бобових культур та капусти значно вища, ніж у злакових, а вміст кальцію в листках бобових сягає кількох відсотків на суху вагу, водночас у злакових культур їх не більше 0,5%. Зольні елементи відіграють важливу роль в обміні речовин рослин, входять до складу біологічно-активних сполук. Для виявлення макро- та мікроелементів у рослинному попелі, користуються якісними реакціями, в результаті яких утворюються кристали або розчин набуває забарвлення за наявності певного елементу.
Мета роботи: ознайомитися з мікрохімічними методами аналізу елементів та визначити якісний склад попелу листків рослин.
Прилади і матеріали дослідження: 10%-ний розчин соляної кислоти, дистильована вода, аміак, 1%-ні розчини: нітрату стронцію, молібдату амонію в 15%-ній азотній кислоті, жовтої кров’яної солі, сульфату талію, сірчаної кислоти, фосфату натрію; скляні палички, пробірки, паперові фільтри або вата, скляні лійки, предметні скельця, мікроскопи, електроплитка, тютюновий попіл, або озолені листки рослин.
Хід виконання роботи
Готують два витяги зольних елементів: водний і кислотний (10%-на НСl). Об’єм попелу має бути в чотири рази меншим від об’єму розчинника. Отримані розчини настоюють 15 хв і фільтрують через маленькі фільтри.
Беруть добре вимиті, сухі предметні скельця і розкладають їх на папері. На скельця наносять відповідні реактиви. На відстані 2-3 мм від краплі реактиву наносять краплю досліджуваного розчину. Обидві краплі добре перемішують і розмазують по склу. Скло підписують і залишають на папері до тих пір, поки рідина не підсохне. Далі при малому та великому збільшенні мікроскопа розглядають утворені кристали зольних елементів.
У водному розчині виявляються розчинні в воді хлориди. Реактивом на хлориди є сірчанокислий талій (Tl2SO4). Реакція йде так:
2KCl + Tl2SO4 ( 2 TlCl + K2SO4
Хлористий талій випадає в осад у вигляді чорних хрестоподібних або мечоподібних кристалів.
Для реакції на хлориди можна також користуватися AgNO3. При додаванні реактиву утворюється білий осад (реакцію проводять у пробірці).
У другому (кислому) розчині виявляють калій, кальцій, магній, фосфор, сірку, залізо.
Для виявлення калію служить 1%-ний розчин хлорної платини:
2KCl + PtCl4 ( K2PtCl6
Осад кристалізується у вигляді жовтих октаедрів і інших правильних фігур (Рис. 1, А). Або
Na2PbCu(NO2)6 + 2KCl K2PbCu(NO2)6 + 2NaCl
За наявності калію утворюються чорні та коричневі кристали (Рис.1, Б).












Для виявлення кальцію беруть 1%-ний розчин сірчаної кислоти:
СаСl2 + H2SO4 CaSO4 + 2HCL
- голчасті кристали гіпсу (Рис.2).
Для виявлення магнію краплю досліджуваного розчину спершу нейтралізують аміаком (на скло наносять невелику краплю аміаку і краплю досліджуваного розчину), а потім вже поєднують з краплею реактиву, яким є NaHPO4:

NaHPO4+MgCl2+NH3( NH4MgPO4 + 2NaCl
Кристали мають вигляд квадратів, прямокутників, крил (Рис.3)
Для виявлення фосфору краплю розчину поєднують з 1%-ним розчином молібденовокислого амонію в 15%-ній азотній кислоті. Отримують зеленувато-жовтий осад фосфоромолібдату амонію:.
Н3PO4+12(NH4)2MoO4+21HNO3 (NH4)3PO4Ч12MoO3(+21NH4NO3 +12H2O.
Для виявлення заліза користуються звичайною кольоровою реакцією з жовтою кров’яною сіллю:
4FeCl3+ 3K4Fe(CN)6 ( Fe4[Fe(CN)6]3 + 12KCl.
Реакцію проводять на фарфоровій пластинці або в пробірці.
Зарисовують кристали виявлених елементів. Роблять висновок про наявність елементів у рослинних тканинах.


Робота 34
Хімічний аналіз клітинного соку рослин (за К.П.Магницьким)
Польова лабораторія К.П.Магницького дає змогу швидко і точно визначити вміст у клітинному соку основних елементів ґрунтового живлення - азоту, фосфору, калію, магнію. Таким методом у польових умовах можна контролювати стан мінерального живлення рослин і орієнтовно встановлювати необхідність підживлення їх тими чи іншими добривами.
Об’єктами досліджень можуть служити листки картоплі, томатів, соняшника, які закінчили ріст: до бутонізації – 2-3-й листок, під час цвітіння і пізніше – 3-4-й листок знизу. У злаків після виходу в трубку беруть 2-4-й листок, у кукурудзи після появи суцвіття – 5-6-й листок знизу. Бурякову пробу відбирають із зовнішніх листків розетки. У дерев і кущів вибирають добре освітлені типові однорічні пагони, з них для аналізу беруть черешки нижніх листків. А у сидячих листків з нижньої третини листка вирізають середню жилку, можна використовувати також нижні частини стебел молодих пагонів.
Мета роботи: засвоїти експрес-метод дослідження стану мінерального живлення рослин.
Прилади і матеріали дослідження: польова лабораторія К. П. Магницького; марлеві серветки; дистильована вода; комплект реактивів до польової лабораторії К. П. Магницького (див. додаток стор. 77); буферний розчин; досліджувані рослини (картопля, помідори, капуста, кукурудза та ін.).
Хід виконання роботи
Із досліджуваного об’єкта за допомогою преса вичавлюють клітинний сік, зливають його у чисту суху крапельницю. Прес ретельно миють дистильованою водою і витирають на сухо. Витискають сік із іншого об’єкта і т.д. Свіжий сік одразу аналізують.
Для визначення нітратного азоту в заглиблення фарфорової пластинки (див. рис.1) насипають сухий реактив на азот (див. додаток), додають три краплі буферного розчину і краплю досліджуваного соку. Суміш старанно розмішують скляною паличкою і через 1 хв порівнюють з кольоровою шкалою приладу Магницького (міститься на форзаці прак-тикуму – К.М.Векірчик. Фізіологія рослин. Практикум. – Київ, 1984).
Для визначення фосфору в заглиблення фарфорової пластинки спочатку вносять піпеткою краплю соку, додають три краплі води і дві краплі реактиву на фосфор (див. додаток). Суміш у заглибленні пере-мішують олов’яною паличкою (оло-во тут також відіграє роль реактиву) до появи стійкого забарвлення і порівнюють його з шкалою.
При визначенні калію у заглиблення фарфорової пластинки вносять краплю соку, додають краплю реактиву на калій (див. додаток) і краплю соляної кислоти. Суміш перемішують скляною паличкою і порівнюють забарвлення осаду, який утворився, з кольоровою шкалою приладу.
При визначенні магнію в рослині, в заглиблення пластинки вносять краплю соку, три краплі води і одну краплю розчину титанового жовтого (див. додаток). Суміш обережно пере-мішують скляною паличкою і додають краплину розчину їдкого натру. Якщо забарвлення змінюється нечітко, аналіз повторюють, додаючи перед внесенням їдкого натру краплину свіжо приготовленого 1 %-ного розчину крохмалю, і забарвлення порівнюють з кольоровою шкалою.
Якщо сік важко добути або він дуже інтенсивного забарвлення, виготовляють водний витяг. Наважку з досліджуваних рослин (2 г) подрібнюють, додають 0,20,5 г активованого вугілля і 6 мл води. Старанно розтирають у фарфоровій ступці і вичавлюють сік, який відразу аналізують. Щоб визначити азот і калій, в заглиблення фарфорової плас-тинки вносять по 4 краплі цього витягу, ставлять на сонце або в тепле місце, щоб він випарувався, а до сухого залишку дода-ють одну краплю води і проводять визначення за інструкцією.
Вміст елементів у соку досліджуваних рослин при порівнянні зі шкалою стандартних розчинів або шкалою кольорових плям оцінюють за чотирибальною системою, розробленою К. П. Магницьким (див. табл. 1).
Таблиця 1
Оцінка вмісту елементів у клітинному соку рослини
Стандартна оцінка
Вміст елемента
Вміст на 1кг соку, мг



нітрати
фосфор
калій
магній

1
Дуже низький
100
16
60
40

2
Низький
250
40
1500
100

3
Помірний
500
80
3000
200

4
Високий
1000
160
6000
400


Результати досліджень записують у таблицю 2.
Таблиця 2
Вміст поживних елементів у соку рослин
Назва культури
Дата проведення аналізів
Фаза росту рослин
Вміст елементів у клітинному соку, мг/кг
Примітка




нітрати
фосфор
калій
магній













Робота 35
Виявлення нітратів у рослинах
Нітрати, що поглинаються коренями з ґрунту, відновлюються у рослині до аміаку через низку послідовних етапів, кожен з яких каталізується певним ензимом (нітратредуктаза, нітритредуктаза). Аміак зв’язується з кетокислотами (
·-КТГ, ЩОК та ПВК), і в процесі відновного амінування утворюються первинні амінокислоти – глу, асп, ала. Інші амінокислоти утворюються шляхом трансамінування або ензиматичного перетворення первинних АК.

NO3- NO2- NH4+ амінокислоти білки

Проте частина нітрат-йонів транспортується безпосередньо у вакуолю і формує запасний пул, з якого при потребі легко переходить у цитоплазматичний (активний) фонд. Співвідношення фондів варіює в широких межах і змінюється залежно від комплексу факторів (мінеральне живлення, видові особливості рослин, екологічні умови росту і розвитку). При азотному голодуванні синтез амінокислот відбувається за рахунок нітратів запасного пулу. Нагромадження нітратів різними культурами має видову і сортову специфіку, що показано для численних овочевих і баштанних культур. Кількість нітратів у різних органах рослини залежить також від етапу онтогенезу: молоді органи зазвичай містять підвищену кількість нітратів унаслідок більш активного їхнього надходження порівняно із асиміляцією.
Для виявлення нітратів у лабораторних умовах використовують реакцію з дифеніламіном, який за наявності йона NO3- дає синє анілінове забарвлення. Кількість нітратів у досліджуваному об`єкті оцінюють приблизно за інтенсивністю посиніння. Визначення вмісту нітратів у різних частинах рослини дає змогу судити про активність процесу відновлення нітратів: чим менше NO3- у стеблі та листку, тим повніше відбувається цей процес у клітинах кореня. Порівняння вмісту нітратів у черешках та листковій пластинці дає уявлення про нітратредуктазну активність клітин мезофілу.
Мета роботи: ознайомитися з експрес-методом виявлення нітратів у рослинному матеріалі, порівняти вміст нітратів у різних органах рослин.
Прилади і матеріали дослідження: ножиці; біла фарфорова чашка (16 шт.); скляна паличка (4 шт.); склянка з водою; фільтрувальний папір; 1%-ний розчин дифеніламіну в концентрованій сірчаній кислоті в крапельниці; рослини, вирощені на поживному розчині чи ґрунті.
Хід виконання роботи
На білу фарфорову чашку помістити шматки кореня, стебла, черешка та листкової пластинки будь-якої рослини. Розім`яти рослинний матеріал скляною паличкою (паличку кожен раз споліскувати чистою водою та витирати фільтрувальним папером) і додати 2-3 краплі розчину дифеніламіну в сірчаній кислоті.
Оцінити інтенсивність синього забарвлення через 1,5-2 хв (з часом забарвлення може змінитися). Дослідити 3-4 рослини одного виду, які росли на сонці та в тіні, та різних видів.
Результати заносять у таблицю, оцінюючи інтенсивність забарвлення за п`ятибальною шкалою:

Рослина
Умови вирощування
Кількість нітратів



корінь
стебло
черешок
листкова пластинка









Висновки.

Контрольні запитання

Чому вважають неправильним вислів “корінь всмоктує ґрунтовий розчин”?
Що таке вільний уявний простір, яким є його значення в процесах поглинання елементів мінерального живлення?
Якi фактори сприяють поглинанню важкорозчинних мiнеральних елементiв рослиною?
Які наслідки для мінерального живлення рослин можуть мати кислотні дощі?
Які додаткові пристосування для отримання поживних речовин не тільки з ґрунту, а й з вологої атмосфери мають деякі рослини?
Як величина рН ґрунту впливає на доступність для рослин фосфору?
Поясніть, чому вилучення мікроорганізмів з ґрунту призводить до зміни властивостей ґрунту.
Корені проростків занурили в слабкий розчин NH4Cl. Через певний час величина рН розчину знизилася. Чому?
Чим пояснити різке поліпшення використання вівсом фосфориту Са3(РО4)2 при внесенні у ґрунт сульфату амонію?
Чому вміст нітратів у рослині різко знижується при освітленні їх яскравим світлом?
В чому проявляється негативний вплив надлишку азотних добрив на врожай пшениці та картоплі?
Наважки деревини і листя берези були спалені в муфельній печі. В першого з названих об’єктів маса попелу становила 0,8%, а у другого – 6,5%. Як пояснити такі дані?
Зернові рослини поглинають лише половину азоту, внесеного з добривами. Що, на вашу думку, відбувається з рештою азоту? Яке значення цього процесу?

РОЗДІЛ VI. РІСТ І РОЗВИТОК РОСЛИН

Робота 36
Визначення зон росту кореня та стебла нанесенням позначок
Ріст і розвиток рослин відбуваються завдяки процесам поділу, росту й диференціації клітин. Ростові процеси локалізуються в конусах наростання осьових органів, в основах листків і у меживузлях злакових, зумовлюючи їхній лінійний ріст. Ріст у довжину, галуження пагонів і коренів відбуваються завдяки діяльності апікальних (від лат. арех верхівка) меристем верхівок пагонів і коренів. У товщину рослини ростуть за рахунок діяльності клітин камбію, або бічної (латеральної) меристеми. У період росту клітини верхівкових і бічних меристем безперервно діляться. Німецький фізіолог рослин Ю. Сакс виділив три фази росту клітин: ембріональну, розтягу та внутрішньої диференціації. Ембріональна фаза характеризується безперервним інтенсивним поділом клітин. У цій фазі під час поділу клітин збільшується їхня кількість і дуже мало змінюється розмір клітин. У фазі розтягу клітини набувають найбільшого розміру. У третій фазі росту внутрішньої диференціації кількість і розмір клітин не збільшуються, натомість вони набувають остаточної спеціалізації.
Для виявлення зони росту кореня або стебла широко використовують метод нанесення позначок тушшю на поверхню органа на однакових відстанях одна від одної. Рослина росте, відстань між позначками збільшується, і це дає змогу зробити висновок про інтенсивність росту різних ділянок досліджуваного органа.
Мета роботи: виявити зони поділу, росту розтягом клітин у коренях і пагонах досліджуваних рослин.
Прилади і матеріали дослідження: термостат; банки або циліндри для вологих камер; лінійка або міліметровий папір; тоненькі голки; фільтрувальний папір; нитки; туш (готують розтиранням сухої туші з 5 %-ним розчином яєчного альбуміну); проростки кінського бобу, гороху, кукурудзи або інших рослин з прямими коренями (3-4 см) і пагонами (1-1,5 см).
Хід виконання роботи
Корені досліджуваних рослин обережно обсушують фільтрувальним папером і ниткою або тоненькою голкою, змоченою у розчині туші. Починаючи від кінчика кореня і пагона наносять поперечні позначки через кожен міліметр.
Проростки з позначками поміщають у вологу камеру (у банку наливають трохи води, а її стінки зсередини обгортають фільтрувальним папером). Насіння наколюють на шпильку або голку й прикріплюють корінчиком вниз до корка, що закриває банку. Камеру з проростками ставлять у термостат при температурі 20-28°С.
Через 24 год вимірюють відстань між сусідніми поділками (беруть середнє з даних 6-8 рослин) і будують криву росту. На осі абсцис відкладають порядковий номер поділок, а на осі ординат середній приріст кореня чи пагона між окремими поділками. Порівнюють довжину зони найбільшого росту пагона і кореня у рослин різних видів.
Висновки.


Робота 37
Виявлення інтеркалярного і базального типів росту у рослин
Інтеркалярний (вставний) ріст особливо характерний для стебла злаків, де меристема розміщена в основі кожного меживузля між уже сформованими тканинами.
Для листків злаків і багатьох інших однодольних рослин, для квітконіжок характерний базальний тип росту ріст основою органа. Ознайомитись з цими типами росту можна на дуже простих дослідах.
Мета роботи: виявити місце розміщення клітин, що ростуть розтягом, у рослин з інтеркалярним та базальним типами росту.
Прилади і матеріали дослідження: скляний ковпак; ножиці; лінійки; міліметровий папір; горщечки з пророслою ріпчастою цибулею; вегетаційні посудини з рослинами кукурудзи, які перебувають у фазі виходу у трубку.
Хід виконання роботи
І. Спостереження за ростом стебла злаків.
У молодих рослин кукурудзи, що ростуть у вегетаційній посудині, обережно видаляють один листок разом з піхвою до вузла; від цього вузла до вище розміщеного, тобто по всій довжині оголеного меживузля, наносять позначки тушшю на відстані 2 мм одна від одної.
Посудину накривають скляним ковпаком (для створення вологої камери) і ставлять у тепле затемнене місце.
Через 24 год спостерігають розходження позначок біля нижнього вузла.
Роблять висновок про тип росту стебла злаків.

ІІ. Спостереження за ростом листків цибулі.
У ріпчастої цибулі, що росте на світлі у вегетаційній посудині, тушшю по всій довжині листка наносять позначки на відстані 2-х мм одна від одної.
Через 23 доби вимірюють відстань між позначками і встановлюють зону інтенсивного росту листка.
Роблять висновок про тип росту листка цибулі.

Робота 38
Вивчення впливу стимуляторів і інгібіторів росту на проростання насіння та початкові етапи росту рослин
Важливим фактором регулювання росту і розвитку рослин є речовини з високою фізіологічною активністю, які об’єднують під спільною назвою біологічно активні речовини (БАР). До цієї групи належать і ендогенні фітогормони (ауксини, гібереліни, цитокініни, АБК, етилен) й інгібітори росту фенольної природи. БАР можуть стимулювати чи сповільнювати той чи інший фізіологічний процес залежно від своєї концентрації і співвідношення, та фізіологічного стану рослини. За допомогою БАР можна досягти більш швидкого і дружного проростання насіння та інтенсифікувати ріст.
Мета роботи: встановити характер впливу БАР стимулюючої та інгібуючої дії на проростання насіння та початкові етапи росту сільськогосподарських рослин.
Прилади та матеріали дослідження: чашки Петрі, фільтрувальний папір, ножиці, 10%-ний Н2О2 або 5%-ний КMnО4, ІОК – 2,5 мг/л; ГК – 5 мг/л; кофейна кислота – 0,1 мг/л; Н2Одист.; насіння пшениці, соняшника, кукурудзи.
Хід виконання роботи
Насіння стерилізують розчином 5% КMnО4 протягом 10-15 хв, промивають кілька разів дистильованою водою.
У чашки Петрі вкладають обгорнені фільтрувальним папером два предметні скельця, які складені докупи. На утворене підвищення* розкладають по 20 насінин. У чашки вносять по 15 мл розчинів біологічно активних речовин:
ІОК – 2,5 мг/л;
ГК – 5 мг/л;
Кофейна кислота (КК)– 0,1 мг/л;
ІОК або ГК + КК – 1:1;
Контроль – Н2Одист.
*Примітка. Коли насінини у чашці Петрі розміщені на підвищенні, а не безпосередньо у розчині, то вони безперешкодно дихають, що попереджує швидкі процеси гниття, а вологу разом із БАР (залежно від варіанта досліду) поглинають за потребою за допомогою доброї провідності фільтрувального паперу.
Стежать, щоб розчини рівномірно змочили фільтрувальний папір на предметних скельцях у чашці. Підписані чашки Петрі ставлять у термостат на проростання у темряві при температурі 24-26°С. Через 72 години підраховують відсоток пророслого насіння, а через 7 діб здійснюють морфометричний аналіз початкового росту рослин. Для цього вимірюють довжину коренів та висоту пагонів 10-ти рослин із кожного варіанта і визначають середні значення.
Результати заносять у таблицю:

Варіант досліду
Кількість пророслого насіння
Довжина коренів
Висота пагона
Примітки


шт.
% проростання
мм
% до контролю
мм
% до контролю


Контроль, Н2О



100

100


ІОК








ГК








КК








ІОК+КК









Роблять висновки про вплив різних біологічно активних речовин на проростання та ріст рослин.


Робота 39
Значення листків для утворення додаткових коренів
У рослинництві найбільш поширеним способом вегетативного розмноження, що базується на здатності рослин до регенерації, вважається живцювання. Живцем називають відокремлену від рослини або її органів частину, яка за певних умов перетворюється на самостійний організм. Живці бувають стеблові і листкові, їхня здатність до вкорінення залежить від багатьох факторів. Встановлено, що максимальну здатність до вкорінення мають живці, забрані від батьківської особини в період сповільнення вегетативного росту, тобто тоді, коли вміст ендогенних ауксинів є найбільш високий, бо вони повільно використовуються організмом. Крім того, ауксини будуть синтезуватися меристемами молодих листків живців, що сприятиме більш швидкому ризогенезу.
Мета роботи: з’ясувати, як на укорінення живців впливають листки, молоді меристеми яких є місцем синтезу ауксинів.
Прилади і матеріали дослідження: посудини для вирощування рослин у водній культурі (обгорнені зсередини чорним папером, а зверху – білим), скальпель; фільтрувальний папір; живці традесканції білоквіткової (Тrаdescantia аlbiflora Kunth) або зебрини повислої (Zebrina pendula Schnizl).
Хід виконання роботи
Нарізають живці традесканції білоквіткової (Тrаdescantia аlbiflora Kunth) або зебрини повислої (Zebrina pendula Schnizl) однакового розміру. У однієї третини живців видаляють усі листки, у другої – залишають два верхніх листки, а у третьої – залишають всі листки.
Поміщають живці в стакани для вирощування рослин у водній культурі та переносять їх на світло.
Через 2-3 тижні підраховують кількість утворених додаткових коренів. Пояснюючи результати досліду, звертають увагу на значення листків для ризогенезу живців.
Висновки.


Робота 40
Вплив нафтилоцтової кислоти на вкорінення живців квасолі
Ауксини спричиняють посилене коренеутворення у живців трав’янистих і деревних рослин. На цьому базується їх практичне застосування для розмноження важковкорінюваних рослин. Синтетичні аналоги ауксинів, зокрема,
·-нафтилоцтова кислота (
·-НОК), є більш стійкими до ензиматичного розщеплення при надходженні в рослину, а тому більш ефективними.
Мета роботи: з’ясувати вплив різних концентрацій
·-НОК на коренеутворення живців рослин квасолі.
Прилади і матеріали дослідження: хімічні стакани на 250 мл (6 шт), 4 колби на 100 мл; 0,01%-ний розчин
·-НОК; 10-ти добові проростки квасолі.
Хід виконання роботи
У мірних колбах готують розчини
·-НОК різних концентрацій – від 0,01% до 0,00001%.
Проростки квасолі висотою 11-13 см зрізають при основі, підрізають під водою приблизно на 1 см. Три живці (контроль) поміщають у стакан з водопровідною водою, а решту в таку ж посудину із розчинами
·-НОК – по 3 живці на кожен варіант.
Через тиждень живці виймають із розчину
·-НОК, споліскують їх основу водопровідною водою, занурюють у воду на глибину 4-5 см і залишають на світлі при температурі ~ 20°С до утворення коренів.
Наприкінці досліду рахують кількість новоутворених корінців у живців, оброблених
·-нафтилоцтовою кислотою, і контрольних. Результати заносять у таблицю:

Варіант
Кількість новоутворених корінців
Стимуляція коренеутворення, % до контролю

Водопровідна вода (контроль)




·-НОК
0,01%




0,001%




0,0001%




0,0001%




Висновки.


Робота 41
Виявлення селективної дії на рослини 2,4-дихлорфеноксиоцтової кислоти (2,4-Д)
Серед органічних сполук виявлено багато речовин з гербіцидною (рослинознищуючою) активністю. Особливої уваги заслуговує 2,4-дихлорфеноксиоцтова кислота (2,4-Д), яка володіє високою біологічною активністю. В порівняно невисокій концентрації вона пригнічує ріст і спричиняє загибель багатьох дводольних рослин, тому використовується для знищення однорічних і багаторічних дводольних бур’янів, які засмічують посіви злакових культур (0,5-1,5 кг/га). Під дією цього гербіциду у дводольних рослин порушується нормальний перебіг фізіологічних процесів: сильно пригнічується фотосинтез, а дихання різко посилюється, порушується вуглеводний і білковий обмін, прискорюються процеси розпаду складних сполук на простіші: рослина гине.
Мета роботи: експериментально переконатися у вибірковості дії 2,4-Д на дводольні рослини.
Прилади і матеріали дослідження: ручний обприскувач; 0,2%-ний розчин 2,4-Д; 7-денні проростки вівса, гороху, гірчиці, вирощені у вегетаційній посудині на промитому річковому піску.
Хід виконання роботи
710-денні проростки дводольних і однодольних рослин (вівса, гірчиці, гороху тощо), вирощені в одному горщику або ящику, обприскують 0,2%-ним розчином гербіциду 2,4-Д з розрахунку 20 мл на одну посудину. Для контролю беруть другий горщик з такими самими проростками і сприскують їх 20 мл водопровідної води.
Через тиждень аналізують ростові показники дослідних рослин. Дані спостережень заносять у таблицю:

Варіант
Культура
Кількість рослин
Фаза розвитку
Висота рослин, M±m, см
Кількість листків на рослину



до аналізу
після аналізу
до аналізу
після аналізу
до аналізу
після аналізу
до аналізу
після аналізу

Контроль (Н2О)
Овес










Гірчиця










Горох









Гербіцид 2,4-Д
Овес










Гірчиця










Горох










Роблять висновок про дію 2,4-Д на різні рослини.
( Увага! 2,4-Д є отруйною сполукою! Обприскувати можна тільки під тягою! При роботі використовуйте гумові рукавиці. У разі потрапляння речовини на шкіру добре промийте її водою!!!


Робота 42
Дослідження впливу ІОК на ріст коренів проростків гірчиці
Насіння гірчиці пророщують на розчинах з різною концентрацією індоліл-3-оцтової кислоти (IОК). Метою роботи є з’ясування характеру впливу різних концентрацій ІОК на ріст коренів рослин. Для того, щоб пересвідчитися у тому, що відмінності росту проростків зумовлені саме впливом ІОК, а не є випадковими, в експерименті використовують велику кількість насінин, що дає змогу також отримати статистично достовірні показники росту коренів для кожної концентрації ІОК.
Мета роботи: з’ясувати характер впливу різних концентрацій ІОК на ріст коренів проростків гірчиці.
Прилади та матеріали дослідження: крапельниця або піпетка на 5 мл; 6 чашок Петрі; 6 фільтрів; 6 предметних скелець; лінійка; фільтрувальний папір; пінцет; дистильована вода; розчини ІОК*: 10-4 мкг/л; 10-3; 10-2; 10-1 та 1мкг/л; насіння гірчиці (щонайменше 60 насінин).
Хід виконання роботи
Поміщають обгорнене фільтрувальним папером предметне скельце у кожну чашку Петрі. Підписують, вказавши концентрації ІОК та час закладання досліду.
Вносять у кожну чашку Петрі по 10 мл досліджуваних розчинів ІОК, або Н2Одист. (контроль). Пінцетом на предметні скельця викладають по 10 насінин гірчиці. Поміщають чашки Петрі у темний термостат (ІОК руйнується на світлі) при 24°С.
Через 7 днів з кожної чашки Петрі довільно відбирають по 6 проростків і вимірюють довжину їхніх коренів. Дані заносять у таблицю 1. Визначають сумарну довжину коренів у кожному варіанті та середні значення довжини.
Таблиця 1
Варіант
Довжина коренів проростків, мм


1
2
3
4
5
6
Загальна довжина
Середнє значення, М±m

Контроль (Н2О)









ІОК, мкг/л
10-4










10-3










10-2










10-1









*Примітка. IОК важко розчиняється у воді. Потрібно спершу розчини 0,1 г ІОК у 0,5 мл етанолу, а потім додати 1 л дистильованої води. В результаті отримують розчин концентрацією 100 мкг/л, який можна зберігати в темряві при низькій температурі протягом 1 місяця.

Для встановлення характеру впливу ІОК на ріст коренів отримані результати порівнюють із контрольними показниками (рослини, пророщені на дистильованій воді) за формулою:

% зміни = ((сумарна довжина коренів на середовищі з ІОК – сумарна довжина коренів у контролі) Ч 100) /(сумарна довжина коренів у контролі)

Результати розрахунків заносять у таблицю 2:

Таблиця 2
Концентрація ІОК (мкг/л)
Сумарна довжина коренів
Відсоток зміни
Характер росту коренів
(стимуляція чи інгібування)

0 (Н2О)




10-4




10-3




10-2




10-1




1





Якщо показник зміни має позитивне значення, то ріст коренів стимулюється ІОК. І навпаки, якщо відсоток негативний, ріст коренів інгібується.
Висновки.


Робота 43
Вплив цитокінінів на приріст маси сім’ядоль огірка
Для з’ясування характеру впливу нових фізіологічно активних речовин та визначення активності неідентифікованих сполук часто використовують метод біотестів, тобто визначення фізіологічної активності препаратів на спеціальних клітинних системах, чутливих до дії окремих фітогормонів. Розроблено і детально описано клітинні систем, які специфічно реагують на дію фітогормонів. Так, відомі біотести для дослідження ауксинової активності за вкоріненням стеблових та листкових живців, інтенсивності ризогенезу, визначенню кута нахилу колеоптилів злаків, аналізу динаміки розтягу клітин різних тканин рослини. Дослідження гіберелінів в основному здійснюється за допомогою біотестів, в яких простежується залежне від концентрації фітогормону прискорення росту стебла паростків гороху, салату та інших культур. Відомий також тест на гіберелін-подібну активність за аналізом утворення ГК-індукованої
·-амілази. Є численні біотести для визначення цитокінінової активності за інтенсивністю синтезу амарантину в сім`ядолях щириці, активації проростання насіння, збільшення маси сім’ядоль, листків, затриманні їхнього пожовтіння, інтенсивності позеленіння, швидкості в’янення експлантів проростків.
Мета роботи: ознайомитися із методом біотестів на цитокінінову активність, з’ясувати і пояснити характер впливу цитокінінів на зміну маси ізольованих сім’ядоль огірка.
Прилади і матеріали дослідження: вага торзійна; термостат; колби на 100 мл; ножиці; чашки Петрі (d=40 мм); пінцети; розчин 6-бензил-амінопурину (6-БАП) 10-3М; дистильована вода; фільтрувальний папір; маркер або склограф; 5-добові рослини огірків сорту Далекосхідний, вирощені в темряві.
Хід виконання роботи
Готують серію розчинів 6-БАП у концентраціях від 10-3М до 10-9М, розводячи вихідний розчин. Для цього використовують колби на 100 мл.
Від рослин огірків відокремлюють сім’ядолі. Одну із сім’ядоль зважують на торзійній вазі (вважають, що маса обох сім’ядоль однієї рослини є однаковою). Маса сім’ядоль має бути в межах 22-26 мг. Масу обох сім’ядоль заносять у таблицю і зважені сім’ядолі розкладають у чашки Петрі по 10 штук у кожну на змочений у дистильованій воді чи розчині 6-БАП, фільтрувальний папір. Сім’ядолі розкладають пінцетом за годинниковою стрілкою від нанесеної позначки.
Чашки Петрі з сім’ядолями інкубують у темному термостаті протягом 24-х годин при температурі 24±1°С.
Через 24 години сім’ядолі повторно зважують. Дані заносять у таблицю:
Концент-рація
6-БАП, М
Маса сім’ядоль, мг
Приріст маси


початкова
кінцева
М±m, мг
% до контролю

Контроль, Н2О



100

10-3М





10-4М





10-5М





10-6М





10-7М





10-8М





10-9М






За результатами зважування будують криву залежності приросту маси сім’ядоль від концентрації 6-БАП.
Роблять висновок.


Робота 44
Виявлення амілази в насінні, що проростає
Проростання насіння – важливий етап онтогенезу насінних рослин, що включає кілька стадій – набрякання насінин за рахунок поглинання великої кількості води; мобілізацію запасних речовин за рахунок гетеротрофного живлення зародка; прокльовування зародкового корінця. У сухому насінні, яке перебуває в стані фізіологічного спокою, ензими здебільшого перебувають у неактивному стані. Під час набрякання насіння активність гідролаз, які необхідні для перетворення нерозчинних запасних речовин, різко зростає. Це відбувається досить швидко, з одного боку, за рахунок переходу ензимів у активний стан, з іншого – за рахунок їх новоутворення. Ензими легко переміщуються з клітин, в яких вони синтезувались, в інші клітини або в зовнішнє середовище.
У цій роботі спостерігають за активністю амілаз – ензимів, що забезпечують розщеплення крохмалю. У рослинних тканинах виявлено ізоформи двох амілаз: (-амілаза, яка спричиняє розпад молекули крохмалю на крупні частини (декстрини), і (-амілаза, яка відщеплює від крохмалю кінцеві залишки мальтози.
Сухе насіння пшениці, жита й ячменю містить тільки (-амілазу в зв’язаному, неактивному стані. При проростанні цей ензим переходить у вільний стан і, крім цього, відбувається de novo синтез (-амілази.
Мета роботи: на модельному досліді порівняти активність амілаз сухого і проростаючого насіння злаків.
Прилади та матеріали дослідження: вага; водяна баня; гострий ніж або скальпель; мірний циліндр на 100 мл; хімічний стакан на 100 мл; чашки Петрі; 1%-ний крохмаль, розчин Люголя; агар; сухе і набрякле насіння пшениці, вівса або кукурудзи.
Хід виконання роботи
На водяній бані розчиняють 1 г агару в 50 мл води, додають 5 мл 1% крохмалю і виливають розчин у 3 чашки Петрі так, щоб товщина шару крохмального агару в кожній чашці була не менше 0,5 см.
Після застигання агару на його поверхні поміщають розрізані насінини пшениці, вівса або кукурудзи зрізом вниз. В одній чашці – набубнявілі насінини , в другій – сухі насінини , в третій –сухі насінини, у яких місця зрізу змочені водою.
Через 1 годину видаляють насіння, а на поверхню гелю наливають слабкий розчин Люголя (10 мл води + 10 крапель розчину Люголя). Спостерігають за забарвленням крохмального гелю. Порівнюють результати забарвлення у трьох чашках. Дані заносять у таблицю.
Висновки.


Робота 45
Вплив світла на проростання насіння
У рослин немає диференційованих органів чуття, але є рецепторні білки, клітини, групи клітин і тканини, які здатні сприймати ті або інші впливи. Розрізняють фото-, хемо- і механо- та інші рецептори. За допомогою таких рецепторів, як фітохром, криптохром рослинний організм здатний приймати червоне і синє світло як сигнали, що характеризують умови зовнішнього середовища. За хімічною природою фітохром – рецепторний білок, що складається з білкової частини (дві субодиниці) і хромофора (незамкнутий тетрапірол з групи фікобілінів). Він не має чіткої локалізації в клітині, його виявляють у розчинній фазі цитоплазми, в мітохондріях, пластидах. В активній формі він зв’язується з мембранами, перш за все із плазмалемою. На рівні клітини фітохром регулює рух хлоропластів, зміну проникності мембрани, синтез ензимів і фітогормонів (гібереліни, цитокініни). Також опосередковує ефекти червоного і далекого червоного світла на проростання спор і насіння.
Мета роботи: переконатися в існуванні різної потреби у світлі при проростанні насіння різних видів рослин.
Прилади і матеріали дослідження: термостат; чашки Петрі; ножиці; фільтрувальний папір; насіння (а) пригнічуючий вплив світла: Amaranthus caudatus (щириця), Salvia splendens (шавлія), Veronica persica, Rezeda odorata (б) стимулюючий вплив світла: Daucus carota (морква), Epilobium hirsutum, Lactuca sp. (салат), Bellis perennis (стокротка).
Хід виконання роботи
Вибирають по два види рослин з кожної групи (а і б) і розкладають у чашках Петрі в двох повторностях (по 25 насінин у кожну чашку).
Одну повторність залишають на світлі, а іншу – при тій самій температурі – у темряві.
Через тиждень визначають відсоток пророслого насіння.
Дані заносять у таблицю. Роблять висновок.


Робота 46
Вплив цитокінінів на збереження хлорофілу у відрізаних листках
Цитокініни впливають на різні процеси життєдіяльності рослин: стимулюють клітинний поділ, диференціацію клітин та органів, знімають апікальне домінування верхівкової бруньки, сприяють росту бічних пагонів тощо. Специфічним проявом впливу цих фітогормонів на рослини є затримка старіння тканин. Саме на цьому базується ще один біотест на прояв цитокінінової активності – вивчення впливу цитокінінів на збереження хлорофілу.
Мета роботи: оцінити вплив різних концентрацій хімічних аналогів цитокінінів на збереження хлорофілу в ізольованих листках.
Прилади і матеріали дослідження: фотоколориметр; торзійна вага; чашки Петрі; лійки; колби на 50 мл; коркові свердла (d=5-6 см); фарфорові ступки; фільтрувальний папір; розчин кінетину або БАП (3мг кінетину або БАП + 1,5мл 0,1н NaOH довести до 200 мл дистильованою водою); 80%-ний ацетон; листки рослин різних видів.
Хід виконання роботи
З листків дослідних рослин за допомогою коркового свердла роблять висічки.
Шість чашок Петрі вистеляють фільтрувальним папером. У три з них наливають по 7 мл дистильованої води (контроль), а у три – розчин кінетину або БАП (дослід).
Висічки листків по 10-12 шт. розміщують на вологому папері в чашках Петрі, витримують протягом трьох діб у темряві, далі виставляють на світло.
Через тиждень екстрагують зелені пігменти із листків. Для цього наважку рослинного матеріалу (0,3-0,5 г) добре розтирають у фарфоровій ступці з невеликою кількістю 80%-ного ацетону (2-3 мл) та крейди. Після настоювання (2-3 хв) екстракт фільтрують. Екстракцію пігментів невеликими порціями чистого розчинника повторюють на фільтрі до повного виділення пігментів. Останні порції фільтрату, зібрані у пробірку мають бути безбарвними.
Екстракти кількісно переносять у мірну колбу на 50 мл і об’єм витягу доводять чистим ацетоном до мітки. Отриманий ацетоновий витяг містить суму зелених і жовтих пігментів.
Для кількісного визначення пігментів у витягу частину отриманого екстракту наливають у кювету фотоколориметра. Іншу кювету заповнюють чистим ацетоном і визначають оптичну густину при відповідних довжинах хвиль. Концентрацію пігментів у витягу визначають за формулами:

Са(мг/л)=11.63 · Е663- 2.69·Е645
Сb(мг/л)=22.9 · Е645- 2.69·Е663
С a+b(мг/л)=8.02 · Е663+ 20.2·Е645
Визначають вміст пігментів у дослідному матеріалі, враховуючи об’єм витягу і масу зразка, за формулою:

А = С·V / P·1000,

де С – концентрація пігментів, мг/л;
V – об’єм витягу пігментів, мл;
Р – наважка рослинного матеріалу, г;
А – вміст пігмента в рослинному матеріалі, мг/г сирої речовини.

Зазвичай у здоровому листі вміст хлорофілу коливається від 0,5-3 мг на 1 г маси сирої речовини при співвідношенні a/b=2,5-3,0.
Дані заносять у таблицю:

Варіант
Е663
Е645
Ca, мг/л
Cb, мг/л
С a+b, мг/л
Аа, мг/г сирої речовини
Аb, мг/г сирої речовини
Аb+a, мг/г сирої речовини












Висновки.


Робота 47
Дія водного витягу дріжджів на вкорінення листкових живців кімнатних рослин
Експериментально встановлено, що гриби, бактерії та інші мікроорганізми здатні продукувати біологічно активні речовини, які впливають на ріст та розвиток рослин. У культуральних середовищах, на яких вирощують гриби або бактерії, клітинах цих організмів знаходять дуже потрібні для вищих рослин амінокислоти, ензими, вітаміни, гормони. Пропонуємо вивчити вплив водного витягу харчових дріжджів на вкорінення різних видів кімнатних рослин.
Мета роботи: визначити оптимальну концентрацію дріжджового витягу для укорінення живців конкретного виду кімнатних рослин.
Прилади і матеріали дослідження: вага; скальпель; мірна колба або циліндр на 100 мл; хімічні стакани на 50 - 100 мл; лінійка; фарфорова ступка з товкачиком; кварцовий пісок; скляна лійка; фільтрувальний папір; маркер або склограф; пресовані пекарські дріжджі; листкові живці кімнатних рослин (наприклад, бегонії (Вegonia L.), фіалки узумбарської (Saintpaulia ionantha Wende) тощо.
Хід виконання роботи
Готують вихідний 1%-ний витяг дріжджів. Для цього 1 г пресованих дріжджів ретельно розтирають у фарфоровій ступці з піском та 1-2 мл води, додають 50-60 мл і настоюють 3-5 хв Фільтрують у мірну колбу або циліндр і доводять водою до 100 мл. Потім, розводячи вихідний витяг, готують 0,001%, 0,01% та 0,1%-ні розчини.
У підписані стакани з відповідними витягами дріжджів поміщають по 2-4 листкові живці одного виду рослин на глибину 2-3 см, закріплюючи їх у необхідному положенні на картонній кришечці.
Через добу живці виймають, ретельно промивають нижню частину водою і переносять у стакани з водою. За черешками систематично доглядають, відзначають час появи перших корінців, підраховують кількість корінців, коли найбільший досягне 1- 1,5 см (4-5 тижнів). Результати заносять у таблицю (див. нижче).
У висновках відзначають залежність якісних показників укорінення живців від концентрації дріжджового витягу.


Варіант
Дата появи перших корінців
Кількість корінців на кінець досліду

Контроль (Н2О)



0,001% дріжджовий витяг



0,01% дріжджовий витяг



0,1% дріжджовий витяг



1% дріжджовий витяг





Лабораторна робота 48
Спостереження явища алелопатії
Алелопатія – хімічний взаємовплив рослин, таку ж назву має і наука, що займається вивченням цього явища. Хімічна взаємодія відіграє важливу роль у житті рослини як у культурних, так і у природних угрупованнях. Одні рослини добре співіснують, а інші не можуть “терпіти” сусіда певного виду. Це пояснюється тим, що рослини виділяють через кореневу систему активні сполуки, які прийнято називати колінами. Склад колінів у кожному конкретному випадку є різним. Він визначається особливостями рослини та умовами її росту і розвитку. Подібно до гербіцидів коліни діють вибірково – при певній концентрації отруюють одні рослини і не впливають на інші. У значних кількостях вони пригнічують навіть ріст рослин, які їх виділили. Саме з цієї причини потрібно періодично пересаджувати кімнатні рослини у новий ґрунт, здійснювати сівозміни на полях, ретельно підбирати рослини для суміжних посадок.
Мета роботи: переконатися в існуванні хімічного взаємовпливу рослин внаслідок виділення ними фізіологічно активних речовин.
Прилади і матеріали дослідження: термостат; чашки Петрі (11 шт.); предметні скельця (22 шт.); фільтрувальний папір; лінійка; насіння пшениці, люпину, гарбуза, ячменю, цукрового буряка, льону, пирію, редьки, селери.
Хід виконання роботи
Два, складених разом, предметних стекла обгортають зволоженим Н2Одист. фільтрувальним папером, і поміщають у чашки Петрі.
На утворене підвищення розкладають по 20 насінин двох видів рослин у 3 різних комбінаціях. Залежно від наявності насіння можливі такі варіанти досліду: 1) пшениця + люпин; 2) гарбуз + ячмінь; 3) цукровий буряк + льон; 4) пшениця + пирій; 5) редька + селера; 6) пшениця + селера. В кожну чашку додають по 10 мл дистильованої води. Кришку чашки теж вистеляють вологим фільтрувальним папером. Усі варіанти закладають у трикратній повторності.
Окремо у двократній повторності пророщують по 20 насінин кожної із досліджуваних культур – контроль.
Через тиждень підраховують кількість пророслого насіння у дослідних і контрольних чашках Петрі. Вимірюють довжину коренів і пагонів кожного проростка окремо і розраховують М±m з трьох дослідів. Середні значення заносять у таблицю:

Варіант
Кількість пророслого насіння
Довжина, мм



корінь
пагін

Контроль
1





2




Дослід
1





2




У висновках вказати алелопатично несумісні види.


Робота 49
Спостереження за явищем фототропізму у молодих проростків злаків
Фототропізм орієнтований ріст органів рослин під дією однобічного освітлення. Розрізняють позитивний і негативний фототропізм. Для стебла характерний позитивний, а для кореня негативний фототропізми. Фототропічні згини виникають у результаті того, що спрямований до світла бік рослини росте повільніше, ніж протилежний. Явище фототропізму, як і ріст взагалі, проявляється насамперед у діапазоні синіх і фіолетових променів (445-480 нм). Завдяки фототропізмові листки рослин, розміщуються так, що кожен дістає максимальну кількість світла (листкова мозаїка).
Згідно з гормональною теорією тропізмів, авторами якої є всесвітньо відомий український вчений, академік М. Г. Холодний і англійський вчений Ф. А. Вент, причиною тропізмів є нерівномірний розподіл фітогормонів, зумовлений електричною поляризацією тканин рослинного організму.
Мета роботи: експериментально спричинити явище фототропізму у проростках злаків і встановити роль верхівкових меристем для фототропізму.
Прилади і матеріали дослідження: станіоль; джерело світла; 10-12 денних етиольованих проростків пшениці або інших злакових культур у вегетаційній посудині (15 шт.)
Хід виконання роботи
Усі рослини із непошкодженими колеоптилями умовно ділять на три рівноцінних групи.
На верхівки третини рослин натягають ковпачки із станіолю, завдовжки 1 см. У рослин другої третини зрізають 0,5-1 см верхівки колеоптилів. Решту рослин залишають для контролю.
Посудину з проростками ставлять біля лампи для одностороннього освітлення. За 45-60 хв спостерігають за напрямом росту проростків.
Підсумовують результати, зазначаючи місце сприйняття світлового сигналу у молодих проростків злаків.


Контрольні запитання

Вкажіть і охарактеризуйте фази онтогенезу рослинних клітин.
Чи можна ототожнити поняття ріст і розвиток рослин? Відповідь обґрунтуйте.
Порівняйте гормональну систему рослин, тварин і людини.
Як відбувається сприйняття і передача гормонального сигналу в рослин?
Яким чином гібереліни впливають на процеси проростання насіння?
Які гормони беруть участь у регуляції клітинного циклу рослин?
За рахунок чого забезпечується ріст клітини розтягом?
Один проросток квасолі вирощували на світлі, інший - у темряві. Через певний проміжок часу висота першого проростка становила 5,2 см, а проросток, який вирощували в темряві мав висоту 11,4 см. Суха маса якої рослини буде більшою?
Назвіть інгібітори росту рослин негормональної природи. Яким може бути їхнє практичне використання?
Де відбувається синтез фітогормонів рослин?
У яких випадках інгібітори нагромаджуються в рослинних тканинах?
Чому при посіві насіння не є важливою його орієнтація в землі?
Симбіотичні азот фіксатори Rhizobium продукують цитокініни. Як це пов’язати із їхньою здатністю утворювати бульбочки у коренях вищих рослин?
Які сполуки називають ретардантами? Які наслідки їхнього практичного використання?
Чому деякі сорти хризантем зацвітають тільки восени? Чи можна створити умови для цвітіння цих рослин влітку?
Як пояснити явище цвітіння плодових дерев восени?
Визначити до якого типу рухів можна віднести такі явища. Якщо це тропізм, то вкажіть його тип: а) повертання суцвіття соняшника до сонця; б) підняття соломинки злака після вилягання; в) ріст кореневища впоперек схилу; г) закриття суцвіть кульбаби в похмуру погоду; д) швидке згинання тичинкових ниток барбарису під час дотику до особливої подушечки при їхній основі; е) розкривання зрілих плодів жовтої акації?
Перелічіть прийоми за допомогою яких можна: а) прискорити перехід рослин до стану спокою; б) затримати розпускання бруньок; в) вивести бруньки із стану спокою.
Назвіть види і фізіологічні функції спокою рослин.

РОЗДІЛ VII. СТІЙКІСТЬ РОСЛИН

Робота 50
Захисний вплив цукрів на цитоплазму при заморожуванні
Здатність рослин витримувати дію температури нижчі 0 °С називається морозостійкістю. Основною причиною пошкоджень низькою негативною температурою є замерзання води в міжклітинниках і самих клітинах, що супроводжується дегідратацією, осмотичним шоком і механічним пошкодженням мембран. Зменшення чутливості до морозів пояснюється насамперед змінами в хімічному складі клітин, появі кріопротекторів. Насамперед полімерів, здатних зв’язувати воду, гідрофільних білків, моно- та поліцукрів та ін.
При дії низької негативної температури на клітини коренеплодів буряка відбуватиметься утворення кристалів води і відповідне руйнування мембран, як цитоплазматичної, так і тонопласта. Антоціани, червоні пігменти, що містяться у вакуолях, при ушкодженні тонопласта будуть виходити в оточуюче клітину середовище і забарвлювати його. Інтенсивність забарвлення розчину, в якому перебуває рослинна тканина, може служити показником стійкості цієї тканини до замороження.
Мета роботи: з’ясувати характер впливу цукрів на цитоплазму клітин столового буряка при заморожуванні.
Прилади та матеріали дослідження: мікроскоп; кристалізатор; колотий лід або сніг; коркові свердла; леза; NaCl; розчин цукрози 1,0 М; розчин цукрози 8%-ний; мірний циліндр на 15 мл; пробірки на 10 мл по 3 шт. на робочу групу; коренеплід столового буряка.
Хід виконання роботи
З почищеного коренеплоду буряка зробити 12-15 однакових за розміром зрізів, товщиною близько 1 мм. Добре відмити їх від пігментів.
Перенести по 5-6 зрізів у 3 пробірки з налитими попередньо розчинами 1,0 М цукрози, 0,5М цукрози та водою (контроль).
Приготувати охолоджуючу суміш: до трьох частин снігу або подрібненого льоду додати одну частину кухонної солі і добре перемішати (отримана таким чином суміш повинна мати температуру близьку до –20°С).
Занурити пробірки із зрізами в охолоджуючу суміш на 10-20 хв Далі пробірки перенести у стакан із водою кімнатної температури і залишити до повного танення льоду.
Відзначають інтенсивність забарвлення рідини в пробірках і забарвлення зрізів (трибальна шкала).
Перевіряють життєздатність клітин, піддаючи зрізи плазмолізу в 8%-му розчині цукрози.
Результати заносять у таблицю:

Варіант
Забарвлення зовнішнього розчину
Забарвлення зрізу
Кількість плазмолізованих клітин, %

Вода




Цукроза, 0,5М




Цукроза, 1,0М





Висновки.


Робота 51
Вплив розчинів із різним осмотичним потенціалом на проростання і ріст проростків
Напрям руху води визначається величиною водного потенціалу, який залежить, передусім, від концентрації осмотично діючих речовин розчину. Осмотичний потенціал розчину, у свою чергу, залежить від концентрації та ступеня дисоціації цих речовин. При проростанні вода надходить у сухе насіння внаслідок набрякання гідрофільних колоїдів клітинної оболонки. В міру насичення колоїдів водою, вона надходить в клітини за градієнтом водного потенціалу і ініціює процеси проростання.
Більшість зрошуваних земель України засолена, тобто має підвищений вміст солей. Відповідно, ґрунтовий розчин, у якому проростає насіння і здійснюється ріст рослин, має дуже низький осмотичний потенціал, що неодмінно позначається на врожайності. Сольовий стрес завжди поєднується з осмотичним, що призводить до втрати тургору клітинами.
Існує кілька типів засолення, серед них – хлоридне, сульфатне, карбонатне тощо. Солестійкість рослин залежить від їхньої здатності підтримувати йонний гомеостаз у цитозолі при засоленні. Ця здатність передбачає, що молекулярні механізми, які регулюють обмін речовин у клітині, при високих зовнішніх концентраціях солей функціонують нормально.
Мета роботи: дослідити характер впливу розчинів із різним осмотичним потенціалом на проростання і ріст проростків злаків.
Прилади і матеріали дослідження: 4 чашки Петрі; піпетки або мірні пробірки на 10 мл; фільтрувальний папір; лінійка; розчини KСl: 1М, 0,1М, 0,01М; насіння злаків.


Хід виконання роботи
У чотири чашки Петрі на фільтрувальний папір розкладають по 20 відібраних насінин (неушкоджених та однакових за розміром). У три чашки додають по 10 мл розчину KСl різної концентрації та в одну – 10 мл водопровідної води (контроль).
Чашки переносять у термостат для пророщування.
Через 7 діб підраховують кількість пророслих насінин і визначають схожість насіння. За допомогою лінійки вимірюють висоту надземної частини (за найдовшим листком) і довжину коренів (за найдовшим) десяти проростків. Знаходять середні значення у кожному варіанті.
Розраховують осмотичний тиск для розчинів KCl, знаючи, що осмотичний тиск його молярного розчину дорівнює 3393 КПа.
Результати заносять у таблицю:
Варіант досліду
Відсоток пророслого насіння
Середня довжина коренів,мм
Середня висота проростків, мм

Контроль, Н2О




KCl, 0.01М




KCl, 0.1М




KCl, 1М





Висновки.


Робота 52
Визначення жаростійкості рослин за методом Мацкова
Стійкість до перегрівання (впливу високих температур) називають жаростійкістю рослин. Високою для вегетативних органів більшості рослин вважається температура 40-60 °С. При таких температурах у рослин виникають патологічні порушення обміну речовин. Проте в багатьох рослин у процесі еволюції виробилася здатність переносити високі температури і помітне зневоднення, оскільки в природі ці несприятливі умови майже завжди поєднуються.
Метод ґрунтується на властивості протоплазми протистояти високій температурі. При відмиранні клітини і коагуляції білків протоплазми соляна кислота, проникаючи в клітину, витісняє магній з молекули хлорофілу, в результаті чого утворюється феофітин (бурого кольору). Про ступінь жаростійкості рослин судять за кількістю утворених бурих плям, які оцінюють за п’ятибальною системою. Цей метод застосовують лише до рослин, які мають нейтральну реакцію клітинного соку.
Прилади і матеріали дослідження: водяна баня; кристалізатори; термометри; пінцети; мірні циліндри місткістю 50-100 мл; 0,2 н. розчин HCl; листки рослин різних екологічних груп (мезофіти, гігрофіти, гідрофіти, ксерофіти).
Хід виконання роботи
Водяну баню нагрівають до температури 40°С і в воду занурюють по 5 штук листків кожного виду досліджуваних рослин. Через 30 хв беруть першу пробу. Виймають по одному листку кожного виду із водяної бані і тимчасово переносять у кристалізатор із холодною водою.
Температуру води у водяній бані піднімають на 10°С і через 40 хв після цього беруть другу пробу. Так поступово температуру води доводять до 80°С, відбираючи проби через інтервали 10°С.
Охолоджені листки кожної проби переносять у 0,2 н розчин НС1 і через 20 хв оцінюють їхнє забарвлення.
Жаростійкість досліджуваних рослин визначають у цифрах за п’ятибальною системою. На підставі отриманих даних роблять висновок про ступінь жаростійкості досліджуваної рослини.


Робота 53
Інгібування катехолоксидази в бананах важкими металами
До стресових факторів для рослин належать і йони важких металів, які у високих концентраціях інгібують ріст та розвиток рослин і спричиняють їхню загибель. На клітинному рівні ці елементи спричиняють порушення окисно-відновних процесів, індукуючи появу у значних кількостях вільних радикалів, інгібуючи активність низки ензимів, в т. ч. і катехолоксидази. Якщо взяти невеликий шматок фрукта і залишити його протягом деякого часу на повітрі, то пошкоджений плід через кілька хвилин стає брунатним (див. роботу №25). Реакція зумовлена активністю катехолоксидази, що перетворює катехол у жовтий пігмент за наявності кисню. Далі відбувається окиснення жовтого пігмента до коричневого меланіну.

Катехол
====>
Жовтий пігмент
====>
Коричневий Mеланін


Катехолоксидаза

Кисень повітря



Ензим катехолоксидазу можна легко виділити із плодів банана.
Мета роботи: виділити катехолоксидазу та дослідити, як різні концентрації йонів свинцю впливають на активність цього ензиму.
Прилади та матеріали дослідження: І. Екстракція ензиму: вага; центрифуга; ступка та товкачик; марля; невелика мензурка; центрифужна пробірка; пісок; дистильована вода (25 мл); стиглий плід банана (зріз товщиною близько 1 см = 8 г); ІІ Вплив важких металів на активність катехолоксидази: маркер (склограф); буферний розчин pH 7 (див. додаток); 0,09M (1%-ний) розчин катехолу; 0,13M (5%-ний) розчин ацетату свинцю; 2 x 10 мл шприци; 5 термостійких пробірок; 5 дослідних пробірок; 2 x 1мл піпетки; фотоколориметр; штатив для дослідних пробірок; 5 лійок; 5 паперових фільтрів; гумові рукавички.
Хід виконання роботи
І. Екстракція ензиму
Наважку 8 г банана розтирають у охолодженій ступці разом із невеликою кількістю піску і 25 мл дистильованої води. Отриману суміш фільтрують через марлю у мензурку. Фільтрат буде містити ензим, катехолоксидазу.
Іноді, для того, щоб осадити невеликі шматки плода на дно центрифужної пробірки, проводять додаткове центрифугування протягом трьох хвилин при 3-х тис об/хв Супернатант використовують для визначення активності ензиму.
ІІ Вплив важких металів на активність атехолоксидази
Позначають 5 термостійких пробірок літерами A, Б, В, Г та Д.
Відповідно до нижче наведеної таблиці, за допомогою шприца на 10 мл, додають різні об’єми буфера та ацетату свинцю до кожної з пробірок. Уважно стежать, щоб не забруднити буфер ацетатом свинцю (різні піпетки).

Дослідна пробірка
A
Б
В
Г
Д

Об’єм буфера, мл
10
9
8
5
2

Об’єм ацетату свинцю, мл
0
1
2
5
8


( Дуже обережно поводьтеся із розчином ацетату свинцю. Він ТОКСИЧНИЙ!

У кожну із пробірок вносять по 1 мл розчину катехолу*.
*Примітка. 1%-ний розчин катехолу придатний для використання лише протягом 2-3 днів з часу приготування, повинен зберігатися у темряві.

( УВАГА! Розчин катехолу шкідливий. Уникайте контакту із шкірою!

До кожної пробірки додають по 1 мл витягу, що містить катехолоксидазу, екстраговану із банана.
Для спостереження більш чіткого кольору вміст кожної пробірки фільтрують через паперовий фільтр у чисту дослідну пробірку. Утворення жовтого забарвлення ілюструє наявність у банановому екстракті активного ензиму, що перетворює катехол.
Активність катехолоксидази можна оцінювати візуально або за допомогою фотоколориметра, визначаючи екстинкцію розчину при 440 нм.
Оформляють таблицю з відповідними заголовками, підсумовуючими результати.
Кінцеві результати подати у вигляді графіка. По горизонтальній x-осі позначити об’єм доданого ацетату свинцю, по вертикальній y-осі – Е440.
Висновки.


Робота 54
Визначення активності процесів перекисного окиснення ліпідів в рослинних тканинах за утворенням малонового диальдегіду
Процеси окиснення в живих організмах у ряді випадків відбуваються за участю вільних радикалів. Індукція цих процесів часто обумовлена кисневими радикалами: супероксидним аніон-радикалом, гідроперекисним радикалом, гідроксильним радикалом, стабільним продуктом відновлення кисню – пероксидом водню, а також синглетним киснем. Утворення цих активних форм кисню повязане як з процесами, що відбуваються в клітині в нормі (наприклад, у світлових реакціях при фотосинтезі), так і у відповідь на стресові чинники (водний дефіцит, забруднення середовища, низькі температури тощо). Генерація активованих форм кисню може викликати, в першу чергу, пошкодження мембранних структур у клітині внаслідок вільнорадикальних процесів, які призводять до перекисного окиснення ненасичених жирних кислот ліпідів мембран. Це збільшує проникність мембран для багатьох речовин та іонів.
Малоновий диальдегід (МДА) – продукт перекисного окиснення ліпідів. Цей біфункціональний альдегід здатний утворювати шиффові основи з аміногрупами білка, виступаючи як зшиваючий агент. У відповідь на різні стресові чинники у клітинах рослин відбувається збільшення вмісту МДА і це може служити показником активності окислювальних процесів, обумовлених кисневими радикалами. Визначення вмісту МДА у рослинних тканинах базується на його реакції з 2-тіобарбітуровою кислотою (ТБК), в результаті чого утворюється забарвлений продукт з максимумами поглинання при довжинах хвиль 532 нм та 600 нм.
Мета роботи: переконатися, що перекисне окиснення ліпідів – надійний маркер стресового стану рослини
Прилади та матеріали дослідження: вага; центрифуга; водяна баня; спетрофотометр; посудина з льодом; ступка та товкачик; ножиці; центрифужні пробірки; дослідні пробірки з притертими корками; штатив для дослідних пробірок; маркер (склограф); піпетки на 5 мл; дистильована вода; 0,5 % розчин ТБК у 20% трихлороцтовій кислоті; лійки; гумові рукавички; 5-ти денні проростки кукурудзи чи інших рослин, вирощені на дистиляті (контроль) та 10-6М розчині ацетату свинцю (дослід).
Хід виконання роботи
Наважки пагонів та коренів (по 500 мг) з контрольних і дослідних рослин, подрібнюють ножицями й розтирають у фарфорових ступках в розчині тіобарбітурової кислоти. Кількісно переносять у пробірки з притертими корками. На процес розтирання матеріалу і кількісного перенесення у пробірки використовують 5 мл розчину ТБК.

( УВАГА! Розчин ТБК шкідливий. Уникайте контакту із шкірою! Працюйте під витягом!

Пробірки з досліджуваними пробами інкубують 30 хвилин на киплячій водяній бані, потім охолоджують в посудині з льодом доти, поки проби не замерзнуть.
Проби розморожують і переносять у центрифужні пробірки. Центрифугують 15 хв при 8000 об/хв.
Надосадову рідину колориметрують при довжинах хвиль 532 нм та 600 нм.
Визначають вміст малонового диальдегіду у досліджуваних зразках, враховуючи об’єм витягу і масу зразка, за формулою:

Х=(D530-D600)
·V/
·
·n,
Де Х – кількість МДА у мМ/г сирої ваги,
V – обєм реакційної суміші,

·
·- коефіцієнт екстинції, складає 155 мМ-1см-1
n – наважка, г
Висновки.


Контрольні запитання

Що таке стійкість рослин? Назвіть види стійкості.
Толерантність рослинних організмів, її фізіологічне значення.
Чи властива для рослин здатність до адаптації за дії стресових чинників? Відповідь обґрунтуйте.
Які неспецифічні реакції виникають у рослин на дію стресового чинника?
Які механізми підвищення стійкості рослин до дії низьких позитивних і негативних температур?
Які механізми підвищення стійкості рослин до дії низьких доз радіоактивного опромінення?
У деяких деревних рослин молоді листки навесні мають червонувато-фіолетовий колір. Яке значення має такий колір листя для рослин у цей час?
Рослини витримували в холодильній камері, в якій поступово знижували температуру. Виявили, що шоколадне дерево загинуло при +8( С, хінне дерево при +2( С, сосна при – 43( С, озиме жито при – 8( С, апельсинове дерево при –10( С. Яка рослина є найбільш холодостійкою?
Які речовини належать до групи кріопротекторів? У чому полягає їхня захисна функція?
Для яких рослин, теплолюбних чи холодостійких, характерним є високий вміст ненасичених жирних кислот у ліпідній фракції мембран?
Назвіть основний шлях досягнення рослиною хемотолерантності.
Посипання сіллю доріг взимку є досить поширеним явищем. Для чого це робиться і якими є наслідки цього явища для рослин, які ростуть вздовж доріг?
Як пояснити ріст у пустелях тюльпанів, рослин, що не визначаються високою посухостійкістю?
Які листки, швидше в’януть у випадку ґрунтової посухи? Верхні чи нижні? З чим це пов’язано?
Назвіть три групи галофітів. Які відомі вам рослини можна віднести до цих груп?
Які тканини рослин є найбільш чутливими до ушкоджуючої дії радіації?
Яке значення мають феноли і фітонциди у захисних реакціях рослин?
Фітоалексини, хімічна природа і фізіологічне значення.
Додаток

Найбільш вживані одиниці виміру та розмірності
Об’єм – літр, 1 л = 1000 мл = 10-3 м3
Маса – грам, 1 г = 1000 мг = 1000 000 мкг
Молекулярна маса – грам на моль; Дальтон (Да), 1 Да = 1/12 маси 12С=1,6605 ( 10-27 кг
Площа – сантиметр квадратний, 1 см2 = 0,01 дм2
Температура – градус Цельсія (°С); 0°С= 273,15 К
Енергія – джоуль, 1 Дж = 107 ерг = 0,2388 кал; 1 калорія = 4,1868 Дж
Тиск – паскаль, 1 Па = 10-5 бар = 9, 8692(10-6 атм = 7,5006(10-3 мм ртутного стовпчика;
1 атм = 760 мм рт. ст. = 1.013 бар = 1.013(105 Па
1 мм рт.ст.=3,3864(103 Па = 3,3421(10-2 атм.

Концентрація розчинів
Молярність (М) – число молей розчиненої речовини на 1 л розчину (термін “молярний” відповідає значенню моль/л)
Моляльність (м) – число молей розчиненої речовини на 1 кг розчинника
% (вага/об’єм) – вага в грамах розчиненої речовини на 100 мл розчину
% (вага/вага) – вага в грамах розчиненої речовини на 100 г розчину
% насичення – концентрація солі в розчині в % від максимальної концентрації, яка можлива за даної температури.

Одиниці ензиматичної активності
Найчастіше активність ензиму характеризують швидкістю каталізованої реакції, наприклад, у мкмолях перетвореного субстрату за 1 хв або в мкмолях утвореного продукту за 1 хвилину.
Офіційна одиниця ензиматичної активності в системі СІ – катал (кат). Вона використовується, головно, у роботах з хімічної кінетики. Катал – це така кількість ензиму, яка здатна перетворити 1 моль субстрату за 1 секунду.

Приготування реактивів
Виготовлення молярних розчинів із концентрованих кислот
Кислота
Відсотковий вміст
Приблизна молярна концентрація (М)
Для отримання 1М розчину (мл/л)
Густина (г/см3)

азотна
фосфорна
сірчана
оцтова
соляна
70,0
90,0
99,0
99,5
35,4
15,6
16,0 ( 48 N)
18,3 (36,6 N)
17,4
11,4
64,1
62,5
54,6
57,5
87,7
1,41
1,75
1,84
1,05
1,18


Баритова вода Ba(OH)2 0,1N. На технічних вагах зважують 8,6 г Ba(OH)2 і розводять у мірній колбі місткістю 1 л у гарячій (з метою вилучення СО2) дистильованій воді. Додають 1,5 г BaCl2 і вимішують. Розчин залишають на 24 години. Після цього розчин доводять до мітки дистильованою водою, фільтрують через ватний фільтр. Перед кожним використанням реактиву визначають його титр за допомогою 0,02 N щавлевої кислоти.

Щавлева кислота 0,02 N. 2,521г щавлевої кислоти розводять у мірній колбі місткістю 1 л у дистильованій воді, і після повного розчинення об’єм доводять до мітки.
10-3 М індолілоцтова кислота (ІОК).На аналітичній вазі зважують 17,4 мг ІОК, розводять у якнайменшій кількості 75%-ного етилового спирту і кількісно переносять за допомогою 1/15 М фосфатного буфера (рН 5,2) до мірної колби на 100 мл. Тим же буфером розчин доводять до мітки. Зберігають у темряві на холоді.

Фенолфталеїн.0,1 г фенолфталеїну розводять у 100 мл 70%-ного етилового спирту.

Розчин Люголя.100 г йодиду калію розводять у невеликій кількості води і додають 5 г кристалічного йоду. Розчин переносять до мірної колби на 100 мл і доводять дистильованою водою до мітки.

Приготування розчину 1%-ного крохмалю. 1г роз-чинного крохмалю розмішують із невеликою кількістю холодної дистильованої води і доливають до 90 мл киплячої води. Нагрівають до повного розчинення крохмалю, охолоджують, переносять до мірної колби на 100 мл і доводять до мітки. Розчин готують безпосередньо перед використанням.

Сахароза 1М. Зважують 342 г сахарози і розводять приблизно 800 мл теплої дистильованої води. Далі розчин кількісно переносять у мірну колбу на 1 л і після вистигання доводять об’єм до мітки.

Кухонна сіль 1М. Зважують 58,5 г NaCl і розводять так як і сахарозу.



Реактиви для польової лабораторії К.П.Магницького:
Реактив для визначення фосфору. 1 г молібдату ацетату натрію розчиняють у воді, додають 10г цинкового порошку і доводять водою до об’єму 1л.
Реактив на нітратний азот. Сухий реактив на нітрати складається із суміші сульфату барію (100 г), сульфату марганцю (10 г), цинкового пилу (2 г), лимонної кислоти (75 г), сульфанілової кислоти (4 г) і альфа-нафтиламіну (2 г).
Реактив для визначення фосфору. 1 г молібдату амонію висипають у 20 мл дистильованої води і нагрівають до розчинення. Після охолодження до розчину додають 20 мл концентрованої соляної кислоти і 160 мл води. Другим реактивом є олов’яна паличка.
Реактив для визначення калію. В 100 мл води розчиняють 3 г дипікриламіну і 1,3 г оксиду магнію. Розчин залишають на 1520 годин, а потім фільтрують. Дипікриламін спричинює подразнення шкіри, тому працювати з ним треба обережно.
Реактив для визначення магнію. 100 г титанового жовтого розчиняють у 50 мл води і 150 мл етанолу. Реактив зберігають у темній посудині.
Виготовлення індикаторного паперу на хлор. Звичайний фільтрувальний папір просочують 10 %-ним розчином хромату калію, висушують і розрізають на квадратики.

ПРИГОТУВАННЯ БуферІВ
1/15 М фосфатні буфери рН 3,6-7,4
Готують по 100 мл розчинів:
(А) 1/15 М КН2РО4 (в 100 мл води розчиняють 908 мг КН2РО4)
(Б) 1/15 М Na2НРО4 (в 100 мл води розчиняють 2,388 г Na2НРО4x 12Н2О).

Буфери із різним значенням рН отримують, змішуючи розчини А і Б у таких пропорціях:
рН
0,1 N HCl, мл
мл



1/15 М КН2РО4
1/15 М Na2НРО4

3,6
9,5
0,5
-

5,2
-
97,5
2,5

5,6
0,5
9,5
-

6,2
-
8,0
2,0

6,6
-
6,0
4,0

7,0
-
4,0
6,0

7,4
-
2,0
8,0


0,1М фосфатний буфер рН 7,0
Готують по 100 мл розчинів:
(А) в 100 мл води розчиняють 1,361 г КН2РО4
(Б) в 100 мл води розчиняють 1,74 г К2НРО4
Додають невеликими порціями розчин (А) до розчину (Б) аж до отримання рН 7,0.

50мМ фосфатний буфер (рН 7,2) із додаванням 3 мМ ЕДТА, 0,4М сахарози, 1 мМ PMSF та 1%-ного альбуміну сироватки крові бика.
Готують по 100 мл розчинів:
(А) в 100 мл води розчиняють 680,4 мг КН2РО4
(Б) в 100 мл води розчиняють 870,7 мг К2НРО4
Порціями додають розчин (А) до розчину (Б) аж до отримання рН 7,2. У невеликій кількості отриманого фосфатного буфера розчиняють 104,6 мг NaEDTA, 15,04 г сахарози і 1 г альбуміну сироватки крові бика, додають 1 мл 1 М PMSF, переносять у мірну колбу на 100 мл і буфером доводять об’єм до мітки.

50мМ фосфатний буфер (рН 7,2) із додаванням 0,4М сахарози, 1% альбуміну сироватки крові бика, 10 мМ КCl та 5 мМ MgCl2
Готують по 100 мл розчинів:
(А) в 100 мл води розчиняють 680,4 мг КН2РО4
(Б) в 100 мл води розчиняють 870,7 мг К2НРО4
Порціями додають розчин (А) до розчину (Б) аж до отримання рН 7,2. У невеликій кількості отриманого фосфатного буфера розчиняють 15,04 г сахарози, 0,3 г альбуміну сироватки крові бика, 74,55 мг КCl і 101,68 мг MgCl2. Переносять у мірну колбу на 100 мл і буфером доводять об’єм до мітки.

Поживне середовище Кнопа
Ca(NO3)2Ч4Н2О
1,5 г

KNO3
0,25 г

MgSO4Ч7H2O
0,25 г

KCl
0,12 г

KH2PO4
0,25 г

FeCl3 (5%)
5 крапель

мікроелементи
1 мл

H2O
1 л

рН 6,6


ПРИГОТУВАННЯ ПОЖИВНИХ ТА ІНКУБАЦІЙНИХ СЕРЕДОВИЩ

Інкубаційне середовище для вивчення перерозподілу калію в замикаючих клітинах продихів
20 г нітрату кобальту та 35 г нітриту натрію розчинити в 75 мл підкисленої бідистильованої води (10 мл льодової оцтової кислоти довести до 75 мл бідистилятом). Розчин профільтрувати, довести до 100 мл бідистилятом. Термін зберігання 30 діб.

Склад поживних середовищ для водних культур (г/л поживного середовища)

Компонент
суміші
Тип середовища


Повне,
Кнопа
Мікро-
елемен-
ти
-N
-P
-S
-K
-Ca
-Mg
-Fe

Ca(NO3)2 ( H2O
1,50
1,50
-
1,5
1,5
1,5
-
1,5
1,5

KNO3
0,25
0,25
-
0,25
0,25
-
0,25
0,25
0,2

KCl
0,12
0,12
0,30
0,26
0,12
-
0,12
0,12
0,12

MgSO4 ( 7H2O
0,25
0,25
0,25
0,25
-
0,25
0,25
-
0,25

KH2PO4
0,25
0,25
0,25
-
0,25
-
0,25
0,25
0,25

Fe цитрат (0,5%)
5 мл
5 мл
5 мл
5 мл
5 мл
5 мл
5 мл
5 мл
-

CaSO4 ( 2H2O
-
-
1,08
-
-
-
-
-
-

MnCl2 ( 6H2O
-
-
-
0,21
-
-
-
-
-

NaNO3
-
-
-
-
-
0,25
1,08
-
-

NaH2PO4 ( H2O
-
-
-
-
-
0,25
-
-
-

Na2SO4 ( 10H2O
-
-
-
-
-
-
-
0,33
-

Мікроелементи
1 мл

1 мл
1 мл
1 мл
1 мл
1 мл
1 мл
1 мл






Поживне середовище

із фізіологічно лужними солями

із фізіологічно кислими солями

речовина
наважка, г

речовина
наважка, г

Ca3(PO4)2
0,25

CaSO4
0,25

KNO3
0,50

K2SO4
0,25

Mg(NO3)
0,50

MgSO4Ч7H2O
0,25

KH2PO4
0,25

NH4Cl
0,50

Fe3(PO4)2
0,02

Fe3(PO4)2
0,25

мікроелементи
1 мл

мікроелементи
1 мл

H2O
1 л

H2O
1 л


Модифікований розчин мікроелементів (Арнона)
H3BO3
2,86 г

MnCl2Ч4 H2O
1,81 г

ZnSO4Ч7 H2O
0,222 г

CuSO4Ч5H2O
0,379 г

H2MoO4
0,084 г

H2O
1 л


СПОСОБИ ВИЗНАЧЕННЯ РІЗНИХ ПОКАЗНИКІВ
Визначення маси сухої речовини рослин, вирощених у водній культурі. Рослини виймають із поживного середовища і відрізають пагони від коренів (при кореневій шийці). Коріння ретельно споліскують проточною водою. Далі окремо корені і пагони поміщають у металеві бюкси і при відкритих кришках сушать у сушильній шафі спершу при 100°С, а потім при 60°С до отримання сталої маси. Після цього окремо зважують бюкси. За різницею мас знаходять масу сухої речовини. Кінцеві результати подають як середнє арифметичне кількох повторів.

Визначення маси сухої речовини та вмісту води у рослинному матеріалі. Рослинний матеріал поміщають у бюкси, висушені до сталої маси, і закривають кришками. Зважують на аналітичній вазі з точністю до четвертого знака після коми. Отримане значення (маса рослинного матеріалу разом із бюксом мінус маса бюкса складає масу сирої речовини (а) в грамах.
Відкриті бюкси із рослинним матеріалом поміщають у сушильну шафу і сушать; спочатку протягом 4 годин при температурі 60-70°С, а потім при температурі 105°С. Щоб перевірити, чи висушений матеріал (через три години сушки при 105°С) бюкси переносять на 20 хв у ексикатор, а далі, при закритих кришках, важать з точністю до четвертого знака після коми. Після зважування матеріал знову поміщають у сушильну шафу при 105°С. Повторюють зважування до отримання стабільних результатів. Далі визначають масу бюкса з рослинним матеріалом і без нього і за різницею визначають масу сухої речовини (б) висушеного зразка в грамах. Залежно від мети дослідження розраховують вміст сухої речовини за формулою:

% с.р. = 13 EMBED Equation.3 1415
або визначають відсотковий вміст води у рослинному матеріалі:

% води = 13 EMBED Equation.3 1415.

Визначення площі листка ваговим методом
З паперу вирізають квадрат відомої площі (наприклад, 100 см2) і зважують його на аналітичній вазі. На ідентичний папір кладуть досліджуваний листок, старанно обрисовують контур листка, вирізають його і зважують. Шукану площу листка розраховують за формулою:

X= 13 EMBED Equation.3 1415,
де а – маса квадрата в грамах;
б – маса контура листка в грамах;
с – площа квадрата в см2;
X – шукана площа листка в см2.

Формули для визначення концентрації пігментів зеленого листка, екстрагованих різними розчинниками:
1) 100%-ним ацетоном:
Са=9,78·D662 – 0,99·D644 (мкг/мл);
Сb=21,43·D644 – 4,65·D662 (мкг/мл);
Ca+b=5,13.D662+20,44.D644 (мкг/мл);
2) 96%-ним спиртом:
Са=13,70·D665 – 5,76·D649 (мкг/мл);
Сb=25,80·D649 – 7,60·D665 (мкг/мл);
Ca+b=6,10.D665+20,04.D649 (мкг/мл).
Формули для визначення концентрації феофітинів серед пігментів зеленого листка, екстрагованих різними розчинниками:

1) 95% -ним етанолом:
Сpha = 42,41 D622,2 – 23,28 D654,2;
Сphb = 55,67 D654,2 – 45,53 D622,2;
Сpha+b = 32,39 D654,2 – 3,12 D622,2

13 EMBED Equation.3 1415кс+к = 13 EMBED Equation.3 1415(

2) 90% -ним метанолом:
Сpha = 306,8 D655,2 – 294,2 D653,4;
Сphb = 442,2 D653,4 – 429,4 D655,2;
Сpha+b = 148 D653,4 – 122,6 D655,2;

Скс+к = 13 EMBED Equation.3 1415

АТОМНІ ТА МОЛЕКУЛЯРНІ МАСИ ДЕЯКИХ
ЕЛЕМЕНТІВ ТА ЇХНІХ СОЛЕЙ

Символ
Маса
Символ
Маса

I
II
III
IV

Al
26,97
K2Cr2O7
294,21

AlCl3(6Н2О
241,44
KH2PO4
136,09

Ва
137,36
K2HPO4
174,18

ВаСl2
208,27
KJ
166,02

ВаСl2(2Н2О
244,31
KMnO4
158,03

Ba(OH)2
171,38
KNO3
101,10

Ba(OH)2(8Н2О
315,51
KOH
56,10

C
12,01
K2SO4
174,25

CO2
44,01
MgCl2
95,23

Ca
40,08
MgCl2Ч6Н2О
203,33

CaCO3
100,09
MgSO4
120,38

CaCl2
110,99
MgSO4Ч7Н2О
246,49

CaHPO4
136,07
Mn
54,93

CaHPO4Ч2Н2О
172,10
MnCl2Ч4Н2О
197,91

I
II
III
IV

Ca(NO3)2Ч4Н2О
236,16
MnSO4
150,99

CaSO4
136,14
MnSO4Ч7Н2О
246,48

CaSO4Ч2Н2О
172,17
N
14,00

Символ
Маса
Символ
Маса

Cl
35,45
NH4NO3
80,04

Fe
55,84
NH4OH
35,04

FeCl3
162,21
(NH4)2SO4
132,14

FeCl3(6Н2О
270,31
Na
22,99

FeSO4
151,90
NaCl
58,45

FeSO4(7Н2О
278,01
Na2CO3
105,98

H
1,00
NaHCO3
84,01

HCl
36,46
Na2HPO4(12Н2О
358,14

HNO3
63,01
NaH2PO4
119,99

H2O
18,01
NaNO3
85,00

H3PO4
98,00
NaOH
40,00

H2SO4
98,08
Na2SO4
142,05

J
126,92
Na2S2O3
·5Н2О
248,20

K
39,09
O
16,00

KCNS
97,017
P
30,98

KCl
74,55
S
32,06



Словник ключових термінів

Абсцизова кислота (АБК) – фітогормон інгібуючої дії. Синтезується в кореневому чохлику і транспортується по провідних пучках. Вважається гормоном стресу, оскільки відіграє важливу роль у стресових реакціях рослин на дію несприятливих чинників. Має важливе значення у переході насіння до стану спокою, сприяє появі відокремлювального шару в черешках і плодоніжках, прискорює старіння.
Адгезія – явище прилипання молекул води до стінок капіляра, у рослинному організмі – до клітинних оболонок судин ксилеми.
Алелопатія – взаємний вплив рослин у процесі виділення ними фізіологічно активних речовин (наприклад, глікозидів, фітонцидів, ефірних олій тощо).
Антоціани – водорозчинні пігменти з групи флавоноїдів синього, червоного або фіолетового кольорів, що містяться в клітинному соку. Колір змінюється від червоного у кислому pH середовищі до фіолетового у лужному. Зумовлюють забарвлення квіток, стебел, листків.
Апопласт – система взаємозв’язаних клітинних обо-лонок рослинного організму.
Ауксини – фізіологічно активні речовини здебільшого індольної природи, які належать до групи класичних фітогормонів. Синтезуються здебільшого в молодих листках і бруньках. Транспортуються полярно від верхівки пагона до кореня. Найбільш виражений ефект проявляється в стимулюванні росту розтягом.
Брасиностероїди – нова група фітогормонів, вперше були виділені із пилку рапсу, через що і отримали свою назву. Проявляють високу біологічну активність, стимулюючи ріст (як поділ клітин, так і їхній розтяг). Можуть підвищувати стійкість рослин до несприятливих умов довкілля.
Вакуоля – одномембранна органела, що характерна тільки для рослинних клітин. Містить клітинний сік (концентрація 0,4-0,6 М) і обмежена мембраною – тонопластом.
Відновлення – приєднання атомом електрона (відбувається одночасно з окисненням: один атом віддає електрон, інший – захоплює).
Відносна транспірація – відношення інтенсивності транспірації з одиниці площі листка до інтенсивності випаровування води з такої самої площі вільної поверхні води.
Віолоксантин – пластидний пігмент, що належить до групи каротиноїдів, окрім світлозбиральної функції та захисту хлорофілу від фотоокиснення, має важливе значення у захисних реакціях рослин, оскільки при дії стресових чинників розщеплюється до АБК.
Водневий зв'язок – слабкий зв'язок між атомами водню, ковалентно зв'язаного з атомом кисню або азоту, та іншим атомом з останніх двох елементів.
Водний потенціал – вільна енергія води в певній системі, наприклад, у клітині. Це міра прагнення молекул води рухатися з одного місця в інше.
Всисна сила клітин (S) – величина, що являє собою різницю між осмотичним потенціалом клітини (Р) і тургором (Т) при даному вмісті в клітині води. S визначається за формулою S=P-T.
Геміцелюлози – полісахаридні компоненти матриксу клітинної оболонки.
Гербіциди – велика група синтетичних речовин, що володіють здатністю не тільки затримувати ріст, а й спричинюять загибель рослин. Використовують для боротьби з бур’янами.
Гідатоди – спеціальні утвори, через які рослина виділяє надлишок води у краплинно-рідинному вигляді (гутація). Утворюються на кінчиках листків (наприклад, у приворотня, полуниць). Канал гідатод вистелений епітемою, клітини якої всмоктують із ксилемного соку поживні речовини і збіднюють тим самим гутаційну рідину.
Гідроліз – розщеплення молекули за рахунок приєднання води.
Гіпертонічний розчин – розчин, який має осмотичний тиск вищий, ніж клітинний сік. Коли рослинну клітину помістити в гіпертонічний розчин, у ній відбувається плазмоліз.
Гіпотонічний розчин – розчин, який має осмотичний тиск нижчий, ніж клітинний сік. Надходження води в клітину можливе лише із гіпотонічного розчину.
Гліколіз – ланцюг реакцій процесу дихання, в результаті яких глюкоза перетворюється на піруват з утворенням АТФ.
Гомеостаз – здатність біологічних систем підтримувати відносно сталий стан і властивості. Для рослин у підтриманні гомеостазу важливе значення мають плазмалема, тонопласт, а на тканинному – плазмодесми, які забезпечують міжклітинні зв’язки протопластів.
Гутація – явище виділення крапель ксилемного соку, спричинене високим кореневим тиском, через спеціальні утвори – гідатоди, розміщені на кінчиках листка.
Деплазмоліз – процес повернення плазмолізованої клітини до нормального стану внаслідок вбирання води при перенесенні її в гіпотонічне середовище.
Десмотрубка – структура плазмодесми, стінки якої через плазмодесмовий канал зєднують елементи ендоплазматичного ретикулума суміжних клітин.
Дихальний коефіцієнт – відношення кількості (в молях) виділеного при диханні СО2 до кількості поглинутого О2. Величина залежить від ступеня окисненості субстрату.
Дихання рослин – сукупність фізіологічних процесів, що забезпечують надходження в рослину кисню і виділення вуглекислого газу та води. Основу дихання становить процес окиснення та розщеплення в органах рослин органічних сполук з виділенням енергії у вигляді АТФ.
Ендодерма – шар клітин, який оточує центральний циліндр у коренях та деяких стеблах. Клітинні оболонки ендодермальних клітин суберинізовані (клітини з поясками Каспарі), а тому не пропускають воду.
Енергія проростання насіння – відношення кількості пророслого насіння до кількості насіння, взятого для проростання, через певний, встановлений Держстандартом для кожної культури, строк після посіву. Характеризує здатність насіння до дружного проростання.
Епідерма – покривний шар листків, стебел, коренів (первинний за походженням).
Епікотиль – частина стебла між сім’ядолями та першими листками у проростків рослин.
Етилен – єдиний газоподібний фітогормон. Гальмує ріст, пришвидшує старіння рослин, дозрівання й опадання плодів, формування відокремлювального шару в черешках листків і плодоніжках. Виконує роль тригера адаптивних реакцій при дії стресових факторів.
Етіоляція – явище втрати зеленого кольору рослинами унаслідок розпаду хлорофілу при тривалому перебуванні рослин у темряві.
Етіопласти – пластиди, що містять проламелярні тіла – впорядкований комплекс мембранних пухирців і каналів. Утворюються із пропластид за відсутності світла. Після освітлення рослини перетворюються в систему тилакоїдних мембран хлоропластів.
Жасмонова кислота – сполука з фігормональною активністю фенольної природи , гальмує ростові процеси і стимулює старіння.
Замикаючі клітини – спеціалізовані епідермальні клітини продихового апарату, якими утворюється продихова щілина. Особливості замикаючих клітин – нерівномірне потовщення клітинних оболонок, наявність хлоропластів.
Зеатин – природний фітогормон із групи цитокінінів, вперше виділений із незрілих зернівок кукурудзи.
Ізотонічний розчин – розчин, осмотичний тиск якого рівний осмотичному тиску клітини.
Інтенсивність дихання – показник окиснення субстратів, який визначають за кількістю вуглекислого газу, що виділяється рослиною; або кількістю поглинутого кисню, за одиницю часу на одиницю площі.
Інтенсивність транспірації – величина, що вказує, яка кількість води випаровується рослиною з одиниці площі за одиницю часу.
Інтенсивність фотосинтезу – кількість засвоєного СО2 чи виділеного О2 одиницею поверхні листка за одиницю часу.
Індоліл-3-оцтова кислота (ІОК) – найбільш поширений фітогормон класу ауксинів; ідентифікована у 1934 році Кеглем.
Каротиноїди – клас жиророзчинних пластидних пігментів рослин: каротини, ксантофіли, каротиноїдні кислоти. Допоміжні пігменти фотосинтезу. Містяться в хлоропластах і хромопластах рослинних клітин.
Кінетин – 6-фурфуриламінопурин, виділений із автоклавованого препарату ДНК сперми оселедця, як фактор поділу рослинних клітин. Належить до групи цитокінінів. У рослинних тканинах не виявлений!
Квантосоми – невеликі гранули, розміщені на внутрішній поверхні мембран хлоропласта, вважаються основними функціональними елементами фотосинтезу.
Клітинний сік – рідкий вміст вакуолей рослинних клітин. До складу клітинного соку входять неорганічні солі (Na+, K+, Ca+, Mg+, Cl-, SO42-, PO43-), вуглеводи, фенольні сполуки, азотисті сполуки, білки, в т. ч. гідролітичні ензими, антоціани, алкалоїди.
Когезія – явище зчеплення молекул між собою. Має важливе значення у транспортуванні води по капілярах судин провідних тканин рослинного організму.
Колеоптиль – перший зародковий листок бруньки проростків злаків. Гострою верхівкою пробиває ґрунт під час проростання насіння.
Компартменталізація – розділення цитоплазми клітини на окремі відсіки внаслідок її розчленування мембранами ЕПР та іншими мембранами. Компартменти відрізняються інтенсивністю обміну речовин та функціонально.
Компенсаційна світлова точка – інтенсивність освітлення при якому посилення фотосинтезу компенсує темнове дихання. У тіневитривалих рослин значення становить 1% від повного насичення, у світлолюбних – 3-5%.
Кореневий тиск (нижній кінцевий двигун) – тиск силою кілька атмосфер, що виникає в кореневій системі рослин унаслідок існування градієнта водного потенціалу в радіальному напрямку від клітин кореневого волоска до судин ксилеми. Спричиняє односторонній потік води з розчиненими речовинами незалежно від транспірації.
Ксантофіли – жовті пігменти з групи каротиноїдів, що містяться в хлоропластах і хромопластах рослин. Є окисненою формою каротинів.
Ксилема – комплексна провідна тканина, до складу якої входять провідні (судини і трахеїди), паренхімні та механічні гістологічні елементи.
Кріопротектори – речовини, що мають захисний вплив на клітини рослин при заморожуванні. Як правило, зв’язують воду і таким чином попереджують зневоднення тканин та унеможливлюють формування кристалів.
Кутин – гідрофобна полімерна речовина, яка складається із поліетерифікованих довгих молекул жирних кислот (С16-С22) з великим числом замісників. Шар кутину пронизаний полісахаридними компонентами клітинної оболонки (наприклад, целюлозою) утворює кутикулу.
Ламели – мембранні структури всередині строми хлоропласта. Те саме, що і тилакоїди.
Макроелементи – основні неорганічні хімічні елементи, необхідні рослині для росту та розвитку. В рослині містяться у кількості від десятків до десятих і сотих відсотків. До них належать органогени (С, О, Н, N) та К, Nа, Ca, P, Mg, S.
Матрикс (лат. matrix – першооснова) – основна речовина цитоплазми, ядра та органоїдів.
Міжклітинний простір – порожнини між клітинами в тілі рослин.
Мікроелементи – хімічні елементи, що в малих кількостях необхідні для нормального розвитку рослин. До цієї групи належать Al, B, J, Si, F, Ba, Zn, Cu, Ti, Mo, Co. Вміст мікроелементів коливається від тисячних до стотисячних відсотків.
Мікротрубочки – компоненти цитоскелета рослинної клітини, утворені білком тубуліном. Беруть участь у формуванні веретена поділу в ході мітотичного поділу.
Мікрофіламенти – нитчасті компоненти цитоскелета, утворені актином. Забезпечують рухи цитоплазми і переміщення органоїдів.
Мікрофібрили – основні структурні одиниці целюлози, що являють собою сукупність близько розміщених елементарних міцел. Довжина однієї мікрофібрили коливається в межах кількох тисяч
·, а діаметр – від 100 до 250
·. Мікрофібрили розміщуються в клітинній оболонці на певній відстані одна від одної, а проміжки між ними заповнюються матриксом (геміцелюлози, пектини, білки).
Настії – ростові рухи органів і частин рослин, що виникають під впливом рівномірної дії подразника (зміна інтенсивності освітлення, температури тощо). Настії мають різний характер, наприклад, розкривання квіток вранці і закривання ввечері, зміна положення листків, складання листків від дотику до них (мімоза), розтріскування плодів при дотику (розрив-трава), зміна положення суцвіття у соняшника залежно від зміни положення сонця тощо..
Нутації – обертальні рухи верхівок органів рослин, зумовлені зміщенням ростової зони (вусики, виткі стебла).
Органели (органоїди) клітини – постійні структурні компоненти клітини, що виконують життєво необхідні функції. Розрізняють ЕПР, апарат Гольджі, мітохондрії, сферосоми, пластиди, вакуолі, рибосоми, мікротрубочки, мікрофіламенти тощо.
Осмос – дифузія молекул розчинника (наприклад, води) через напівпроникну мембрану від меншої до більшої концентрації.
Осмотичний потенціал – рівний різниці між хімічним потенціалом розчину та хімічним потенціалом чистої води, завжди від’ємний.
Осмотичний тиск – тиск, який потрібно прикласти до розчину, щоб зупинити надходження до нього води через напівпроникну мембрану.
Пасока – рідина, що виділяється із перерізаних судин ксилеми і кореня внаслідок кореневого тиску. У пасоці в розчиненому стані містяться мінеральні і деякі органічні (амінокислоти, органічні кислоти, цукри, білки, фітогормони) речовини.
Перекисне окиснення ліпідів – це наслідок вільнорадикальних процесів, спричинених кисневими радикалами. Вільнорадикальні процеси ведуть до перекисного окиснення ненасичених жирних кислот ліпідів мембран.
Пектинові речовини – високомолекулярні сполуки з групи полісахаридів, в основі яких є D-галактуронова кислота. Містять у своєму складі карбоксильні групи, завдяки яким відбуваються йонообмінні процеси в клітинних оболонках клітин коренів.
Пероксисоми – цитоплазматичні одномембранні пухирці, похідні ЕПР, що беруть участь у розщепленні пероксиду водню, в метаболізмі гліколевої кислоти.
Пігменти – органічні сполуки, що надають забарвлення тканинам організмів. Колір визначається наявністю в складі пігментів хромофорних груп, які мають здатність вибірково поглинати світло у видимому діапазоні. Поділяють на фотосинтетичні (хлорофіл), фоторегуляторні (фітохром), дихальні (цитохром) та барвники (антоціан).
Плазмодесми – тонкі цитоплазматичні тяжі, що проходять через наскрізні отвори в клітинних оболонках і з’єднують протопласти сусідніх клітин у рослин. Складається із плазмодесмового каналу, плазмалеми, що вистилає плазмодесмовий канал, десмотрубочки, стінки якої неперервні із елементами ЕПР сусідніх клітин та гіалоплазми, що міститься між десмотрубочкою і плазмалемою. За допомогою плазмодесм протопласти клітин об’єднуються в єдину систему – симпласт.
Плазмоліз – явище відставання протопласта від клітинної оболонки в результаті втрати води (спостерігають при зануренні клітини в гіперосмотичне середовище).
“Плач” рослин – процес виділення пасоки з перерізаних судин ксилеми стебла або кореня під впливом кореневого тиску. У деревних рослин здійснюється навесні (березовий сік), у трав`янистих – протягом вегетаційного періоду.
Поясок Каспарі – потовщення у вигляді суцільних кружечків на поздовжніх, радіальних та поперечних стінках клітин ендодерми кореня.
Продих – утвір епідерми, який складається з двох замикаючих клітин та продихової щілини між ними. Замикаючі клітини бобоподібної форми містять хлоропласти і мають нерівномірно потовщені оболонки (опуклі – тонкі, ввігнуті – товсті). Продихова щілина складається з переднього дворика, який виходить назовні і заднього, з’єднаного з повітряною порожниною. Через продихи здійснюється газообмін рослин і транспірація.
Протоплазма – цитоплазма без органел (цитозоль).
Пропластиди – зачаткові пластиди в клітинах меристеми, з них утворюються пластиди. Мають амебоїдну форму, містять строму і дископодібні грани.
Проросток – молодий рослинний організм з моменту проростання насіння до формування перших справжніх листків (листка).
Протопласт – у рослин – клітина, позбавлена клітинної оболонки.
Регулятори росту рослин – фізіологічно активні речовини, що можуть спричиняти зміни в рості і розвитку рослин (наприклад, фітогормони, феноли, вітаміни тощо).
Ризодерма – зовнішня погранична тканина кореня, яка поглинає з навколишнього середовища воду та мінеральні речовини і спрямовує їх у внутрішні тканини.
Ріст – збільшення розмірів рослинного організму або окремих його частин і органів унаслідок збільшення кількості клітин шляхом поділу, їхнього лінійного розтягування та внутрішньої диференціації.
Ростові рухи рослин – зміни положення органів рослин у просторі внаслідок нерівномірних ростових процесів.
САМ-метаболізм (від англ. Crassuleaceae Acid Metabolism) – метаболізм органічних кислот товстолистих, один із шляхів асиміляції СО2 в ході темнового етапу фотосинтезу. СО2 фіксується вночі, при відкритих продихах, шляхом карбоксилювання фосфоенолпірувату з утворенням С4-дикарбонових кислот, які потім декарбоксилюються, а вивільнений СО2 фіксується в ході циклу Кальвіна вдень, при закритих продихах.
Світлозбиральний комплекс (СЗК) – сукупність світлозбираючих молекул пігментів, які обслуговують один реакційний центр. Утворений 400-600 молекулами пігментів. Міграція енергії до реакційного центру здійснюється за принципом індуктивного резонансу без перенесення заряду від пігментів, що поглинають світло у більш короткохвильовій області спектра, до пігментів, що поглинають у довгохвильовій області.
Симпласт – сукупність протопластів, об’єднаних плазмодесмами.
Сочевички – багатоклітинні утвори в перидермі, через які у рослин відбувається газообмін, здебільшого на стеблах, рідше на коренях. На зиму закупорюються спеціальним замикаючим корковим шаром, що навесні розривається. Типова сочевичка складається із отвору в коркові, групи виповнюючих паренхімних клітин із добре розвиненою системою міжклітинників, фелогеном сочевички, який з’єднується з фелогеном перидерми.
Тонопласт – мембрана, що оточує вакуолю. Має свої транспортні системи, в т. ч. і Н+-АТФ-азу, що дає змогу вакуолі підтримувати клітинний гомеостаз.
Транспірація – фізіологічний процес випаровування води рослиною (продихова, кутикулярна, перидермальна)
інтенсивність – кількість випаруваної води з одиниці площі за одиницю часу;
коефіцієнт – кількість води, яку рослина має випарувати для утворення 1 г сухої речовини (мл/г сирої речовини);
продуктивність – кількість грамів сухої речовини, що утворюється при випаровуванні рослиною 1000 г води (г сухої речовини /л).
Тропізми – ростові рухи рослин у напрямку дії фактора.
Тургорний тиск – тиск, з яким клітинна оболонка протидіє тиску протопласта на неї.
Фікобіліни – група допоміжних фотосинтетичних пігментів водоростей. За хімічною структурою – це хромопротеїди, до складу яких у ролі хромофорних груп входять фікоціанобілін (фікоціаніни) та фікоеритробілін (фікоеритрини).
Фікобілісоми – впорядковані комплекси у стромі або на поверхні тилакоїдних мембран хлоропластів, у яких локалізовані фікобіліни.
Фітогормони – органічні речовини, що синтезуються тканинами рослин і діють у надзвичайно малих дозах (10-3-10-11 моль/л) як регулятори і координатори росту та розвитку рослин. Менш спеціалізовані порівняно із ендокринною системою тварин.
Фітохром – фікобіліноподібний пігмент у цитоплазмі рослинних клітин, фоторецептор червоного і далекого червоного світла; бере участь у фотоперіодичній регуляції цвітіння, стану спокою, формування листків, проростання насіння.
Флоема – провідна тканина судинних рослин, що транспортує органічні речовини, утворена ситоподібними елементами, волокнами, склереїдами та паренхімними клітинами.
Фосфорилювання – реакція приєднання фосфату до будь-якої сполуки
окисне – утворення АТФ з АДФ та неорганічного фосфату у мітохондріях, здійснюється з використанням енергії протонного трансмембранного потенціалу, який формується в процесі дихання.
фотосинтетичне – утворення АТФ у хлоропластах, здійснюється з використанням енергії трансмембранного потенціалу, що створюється в процесі фотоактивованого транспорту електронів.
Фотосинтез – процес перетворення світлової енергії на хімічну. Утворення вуглеводів із СО2 з використанням енергії сонячного світла за наявності хлорофілу.
Інтенсивність фотосинтезу – кількість виділеного кисню (поглинутого СО2) в процесі фотосинтезу одиницею площі листкової поверхні за одиницю часу.
Фотосинтетична одиниця – мінімальне функціональне угруповання тилакоїда, яке здатне до фотосинтетичного розподілу заряду і складається з пігментів антенного комплексу та реакційних центрів.
Фузикокцин – гормоно-подібна речовина, метаболіт гриба Fussicoccum amigdali групи дитерпенів, володіє високою біологічною активністю, в т. ч. впливає на розтяг клітин, відкриття продихів, проростання насіння, коренеутворення рослин.
Фотоліз води – світлозалежне розщеплення молекул води на кисень і водень, здійснюється в світловій фазі фотосинтезу компонентами фотосистеми ІІ.
Хлорофілід – сіль хлорофілінової кислоти, утворюється при взаємодії молекули хлорофілу із лугами.
Цитокініни – клас фітогормонів, які стимулюють поділ клітин та їхнє диференціювання, затримують процеси старіння тощо. За хімічною будовою – це похідні аденіну.
Цитоскелет – опорно-рухова система клітини, що виконує функцію стабілізації цитозолю; включає мікротрубочки та мікрофіламенти.
Циториз – явище подібне до плазмолізу, при якому плазмалема не відходить від клітинної оболонки, в результаті чого вся клітина зморщується. Всисна сила клітини в цьому випадку може перевищувати осмотичний тиск.
Яровизація – індукція цвітіння холодовим впливом.


СПИСОк використаної літератури

Брайон О.В., Чикаленко В.Г., Славний П.С., Мережинський Ю.Ю., Білановський М.Ф. / За ред. М.М.Мусієнка/ Фізіологія рослин: Практикум. - К.: Вища школа, 1995.-191 с.
Викторов Д.П. Практикум по физиологии растений. - Воронеж: Изд-во Воронеж. ун-та, 1991. - 157 с.
Грицаєнко З.М., Грицаєнко А.О., Карпенко В.П. Методи біологічних та агрохімічних досліджень рослин і грунтів. – К.: ЗАТ „Нічлава”, 2003. – 320 с.
Казаков Є.О. Методологічні основи постановки експерименту з фізіології рослин - К: Український фітосоціологічний центр, 2000. - 272 с.
Крешков А.П. Основы аналитической химии. - М: Изд-во Химия, 1970. - 471 с.
Мусієнко М.М. Фізіологія рослин: Підручник. - К: Український фітосоціологічний центр, 2001. - 392 с.
Мусієнко М.М., Паршикова Т.В., Славний П.С. Спектрофотометричні методи в практиці фізіології, біохімії та екології рослин. – К.: Фітосоціоцентр, 2001. – 200 с.
Негода О.В. Методичні рекомендації до лабораторних занять з дисципліни “Фізіологія рослин” для студентів аграрних університетів агрономічних спеціальностей - К: Український фітосоціологічний центр, 2000. - 64 с.
Ніколайчук В.І., Белчгазі В.Й., Білик П.П. Фізіологія рослин: Практикум. Навчальний посібник з дисципліни “Фізіологія рослин” – Ужгород: Видавництво Ужгородського державного університету, 1998.- 118 с.
Полевой В.В. Физиология растений. - М. Высшая школа, 1989. - 464 с.
Практикум по физиологии растений / Н.Н. Третьяков, Т.М. Карнаухова, Л.А.Паничкин и др. – 3-е изд., перераб. и доп. – М.: Агропромиздат, 1990.- 271 с.
Костильов О.В., Романенко О.В. Біологія та екологія автотрофних організмів.- Київ: Фітосоціоцентр.- 1999.-192 с.
Физиология растений. Методические указания для студентов-заочников III курса биолого-почвенных факультетов государственных университетов / Под ред. С.С. Андреенко. - М.: МГУ, 1978.- 152 с.
http://www-saps.plantsci.cam.ac.uk/info/worksheets.html
Brauner L., Bukatsch F. Praktikum z fiziologii roslin / Warszawa: Panstwowe wydawnictwo naukowe, 1987. - S.347.
Heath R.L, Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch. Biochem. Biophys. – 1968. – 25. – P. 189-198.














13PAGE 14115


13PAGE 1416015



1

2

3

Рис. 1 Різні форми плазмолізу клітин епідермісу пігментованої луски цибулі:
1 – кутовий плазмоліз; 2 – опуклий;
3 – увігнутий плазмоліз

2

1

Рис. 2 Ковпачковий плазмоліз у клітинах епідермісу пігментованої цибулі
1 – вакуоля, в якій містяться антоціани, 2 – цитоплазма

Рис. 1. Ковпачковий плазмоліз клітин епідерми цибулі, при обробленні КNO3 з еозином









13 EMBED Equation.3 1415

Рис.1 Схематичне зображення “приладу” для визначення дихального коефіцієнта

Рис. 1 Вплив катіонів та аніонів на ступінь набрякання агару

Рис. 2. Вплив аніонів і катіонів на процес набрякання насіння

Рис. 1 Кристали K2PtCl6 (А ); K2PbCu(NO2)6 (Б)

Б

А

А

Б

13 EMBED Equation.3 1415

Рис.3 Кристали NH4MgPO4, що утворюються у концентрованих розчинах (А), у розведених розчинах (Б)

Рис. 2. Кристали CaSO4Ч2H2O

Рис. 1 Пластинка для крапельного аналізу із польової лабораторії
К. П. Магницького




Root Entry

Приложенные файлы

  • doc 17970547
    Размер файла: 1 MB Загрузок: 0

Добавить комментарий