Физиология растений

Государственное образовательное учреждение
высшего профессионального образования
«БРЯНСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ
ИНЖЕНЕРНО-ТЕХНОЛОГИЧЕСКАЯ АКАДЕМИЯ»












Методические указания
к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство















Брянск 2010
Государственное образовательное учреждение
высшего профессионального образования
«БРЯНСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ
ИНЖЕНЕРНО-ТЕХНОЛОГИЧЕСКАЯ АКАДЕМИЯ»



Кафедра садово-паркового и ландшафтного строительства


Утверждены научно-методическим
советом БГИТА, протокол №_9___
от « 17 » __декабря____ 2010 года





Методические указания
к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство












Брянск 2010

УДК 581.1 (072)


Методические указания к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство / Брянск. гос. инж.-технол. акад. Сост.: Глазун И.Н., Адамович И.Ю.– Брянск: БГИТА, 2010. – 5 с.








Рассмотрены основные методы исследований физиологических процессы растений, изучаемые по дисциплине «Физиологии растений».



Рецензент: Кистерный Г.А. - к.с.-х.н., доцент кафедры лесоучтройства, защиты леса и охотоведения БГИТА







Рекомендованы редакционно-издательской и методической комиссиями лесохозяйственного факультета БГИТА

Протокол № 14 от 22 декабря 2010 г.

СОДЕРЖАНИЕ



Стр.


1.
1.1.
1.2.
2.
2.1.
2.2.
2.3.

3.
3.1.

3.2.
3.3

4.
4.1.

4.2.
5.
5.1.
5.2.
5.3.

5.4.

6.
6.1.
6.2.
6.3.
6.4.
7.
7.1.
7.2.
7.3.
7.4.

8.
8.1.
9.
9.1.

9.2.


Введение
Растительная клетка как осмотическая система
Молекулярный уровень организации жизни
Физиология растительной клетки
Водный режим
Водообмен побега
Водопроводимость древесины
Изучение состояния устьиц при различных внешних условиях методом инфильтрации
Усвоение растениями углерода
Изучение физико-химических и оптических свойств
пигментов
Изучение фотосинтеза (образование крахмала на свету)
Определение интенсивности фотосинтеза методом половинок
Дыхание растений
Определение интенсивности дыхания разных частей
растений
Определение дыхательного коэффициента
Минеральное питание растений
Определение содержания золы в разных частях растений
Микрохимический анализ золы
Знакомство с расчетами методикой закладки вегетационных опытов
Определение степени микоризности древесных растений с эктомикоризами
Роль микроорганизмов в питании растений
Изучение жизни микробов под микроскопом
Влияние внешних условий на жизнедеятельность микробов
Изучение аммонификации белковых веществ
Изучение нитрификации
Превращения веществ
Анализ запасных веществ
Определение вторичных метаболитов
Обнаружение фермента амилазы в прорастающих семенах.
Влияние температуры на скорость ферментных реакций
Рост растений
Изучение периодичности роста
Устойчивость растений
Превращение запасных веществ в побегах растений в зимний период
Определение жаростойкости
Рекомендуемая литература
5
5
5
9
15
15
17

19
19

20
24

25

25
26
28
28
29

30

32
33
33
34
35
36
37
37
38
39
40
41
41
43

43
44
46





ВВЕДЕНИЕ

Методические указания предназначены для проведения лабораторного практикума и имеет своей целью закрепить и развить знания студентов, приобретенные на лекциях и в процессе самостоятельной работы над соответствующей литературой, овладеть методами исследования физиологических процессов, приобрести навыки в анализе полученных результатов и формулировании выводов.
Они окажут несомненную помощь в самостоятельной работе студентов после краткого объяснения преподавателя. В них использован многолетний опыт преподавания курса коллективом кафедры, включены новые лабораторные работы.
Каждая лабораторная работа представляет небольшую учебно-исследовательскую тему, рассчитана на 1-2 занятия и выполняется 2-3 студентами. При постановке длительных работ на первом занятии студенты осуществляют закладку опыта, а затем, в течение недели, во внеурочное время, производят наблюдения, фиксируют результаты. На следующем занятии опыт заканчивается и составляется отчет.
Лабораторные работы оформляются в тетради в виде отчета, где указывается тема, название работы, краткая методика, результаты, анализ, выводы, а также ответы на поставленные контрольные вопросы.
Методические указания включают 34 работы, рассчитанные на 54 часа лабораторных занятий.


1. РАСТИТЕЛЬНАЯ КЛЕТКА КАК ОСМОТИЧЕСКАЯ
СИСТЕМА

Молекулярный уровень организации живого

Организация живой материи начинается с молекулярного уровня. Этот уровень характеризуется наличием молекул различных веществ и их взаимодействием, в результате которого происходит объединение в агрегаты (комплексы). При этом система приобретает новые свойства и переходит на более высокий организационный уровень.

1.1.1. Свойства дисперсных систем

Дисперсные системы – системы, где одно вещество равномерно распределено в сплошной массе другого (дисперсность- раздробленность). Раздробленное вещество называют дисперсной фазой, а среду, в которой оно распределено – дисперсионной средой.
Свойства дисперсных систем зависят от степени раздробленности вещества (величины частиц дисперсной фазы).

Различают:
1. Грубодисперсные системы (частицы больше 10-7м). Они неустойчивые, неоднородные, непрозрачные (мутные).
2. Коллоидные системы (частицы 10-7-10-9м) – относительно устойчивые, прозрачные. Им свойственны явления коагуляции и адсорбции, эффект Тиндаля.
3. Истинные растворы (молекулярно-ионные системы) имеют величину частиц меньше 10-9м – устойчивые, однородные, прозрачные (частицы меньше 2(10-7м не отражают видимый свет).
Величину частиц дисперсной фазы можно определить путем фильтрования. Так, через бумажный фильтр не проходят частицы больше 10-6м, а через органические перепонки – больше 10-9м, частицы больше 10-5м оседают на дно под действием силы тяжести.
Цель работы. Ознакомиться со свойствами дисперсных систем.
Материалы и оборудование: 1. Промытый речной песок. 2. Ультрамарин. 3. Генциановый фиолетовый. 4. Растительное масло. 5. 10% раствор едкого натрия. 6. Калий марганцовокислый. 7. Бумажные фильтры. 8. Воронки. 9. Мешочки из коллоида. 10. Дистиллированная вода. 11. Штатив с пробирками (8 шт.). 12. Стаканы с водой (2 шт.). 13. Нитки.
Порядок работы
1. В пробирку с дистиллированной водой насыпать промытого речного песка. Пробирку встряхнуть и поставить в штатив.
2. В пробирку с дистиллированной водой добавить несколько капель раствора едкого натрия и растительного масла. Тщательно взболтать.
3. В пробирку с дистиллированной водой добавить небольшое количество ультрамарина. Пробирку встряхнуть и поставить в штатив, часть раствора профильтровать через бумажный фильтр.
4. В пробирку с дистиллированной водой насыпать небольшое количество генцианового фиолетового, взболтать. Часть раствора профильтровать через бумажный фильтр, часть – налить в коллодийный мешочек, завязать ниткой и опустить в стакан с дистиллированной водой
5. В пробирку с дистиллированной водой насыпать небольшое количество марганцовокислого калия, взболтать. Часть раствора профильтровать через бумажный фильтр, часть – налить в коллодийный мешочек, завязать ниткой и опустить в стакан с дистиллированной водой.
6. По каждой системе отметить прозрачность, наличие осадка, через какие фильтры проходят частицы, указать к какой дисперсной системе относится. Результаты записать в таблицу 1.
7. Ответить на следующие вопросы:
а) Как можно определить коллоидный «раствор» от грубодисперсного и истинного (молекулярно-ионного)?
б) Какие системы прозрачные? Почему?
в) Какие дисперсные системы стали основой жизненных систем?













Таблица 1- Характеристика дисперсных систем


№№
п/п
Состав
системы
Отличительные признаки
К какой дисперсной
системе относится


Дисперсная фаза
Дисперсионная
среда
Устойчивость,
наличие осадка
Прозрачность
Проходимость частиц
через







бумажные
фильтры
органические перепонки




1.1.2. Явление адсорбции

Увеличение концентрации растворенного вещества на поверхности твердых частиц называется поверхностным поглощением или адсорбцией. Адсорбция играет важную роль в жизнедеятельности растительной клетки: в структурных образованиях и обмене веществ.
Цель работы. Ознакомиться с явлением адсорбции. Выяснить возможности раздельной адсорбции и использование ее для разделения различных веществ.
Материалы и оборудование: 1. 1% раствор метиленовой синьки. 2. 1% раствор фуксина кислого. 3. Полоски белой фильтрованной бумаги шириной 1,0 - 1,5 см. 4. Бюксы(3 шт.). 5. Дистиллированная вода. 6. Пипетки на 10 мл.
Работа основана на способности фильтрованной бумаги поглощать воду и растворенные в ней вещества.

Порядок работы
1. Налить в 2 бюкса по 5 мл дистиллированной воды.
2. В один из них добавить раствор метиленовой синьки. Метиленовая синька C16H18N3SCl является основным красителем, так как ее молекула может диссоциировать на положительно заряженный ион, представляющий основную часть молекулы C 16H 18N3S+,и анион Cl- (хлора). В раствор опустить полоску фильтрованной бумаги.
3. Во второй бюкс с водой добавить 3-6 капель раствора фуксина кислого. Фуксин кислый Na2C19H15O9N3S3 является кислым красителем, так как при диссоциации дает два катиона натрия (2Na+) и отрицательно заряженный ион, представляющий основную часть молекулы C19H15O9N3S2-. В раствор опустить полоску фильтрованной бумаги.
4. Слить в один бюкс растворы красителей, опустить в смесь красителей полоску фильтрованной бумаги (фильтрованная бумага заряжена отрицательно).
5. Записать, что происходит при погружении полосок фильтровальной бумаги в раствор метиленовой синьки, в раствор фуксина кислого, в смесь красителей. Отметить высоту поднятия воды, метиленовой синьки, кислого фуксина (сделать рисунок). Объясните, почему они поднимаются на разную высоту. Какое явление вы наблюдаете? Сделать выводы.
6. Ответить на следующие вопросы:
а) Почему наблюдается различная адсорбция?
б) Чем обусловлено явление адсорбции?
в) В каких дисперсных системах не наблюдается явление адсорбции, почему?
1.1.3. Явление коагуляции

Коагуляция – укрупнение и объединение частиц, одно из явлений, наблюдаемое в коллоидных системах (растворах). Мицеллы (частички дисперсной фазы) несут одноименные электрические заряды. Поэтому они в коллоидном растворе отталкиваются друг от друга и находятся во взвешенном состоянии. Устойчивость коллоидных определяется зарядом частиц. Если величина заряда слишком мала и силы взаимного притяжения превосходят ее, то происходит соединение частиц, и частицы укрупняются.
Цель работы. Познакомиться с явлением коагуляции, выявить факторы, влияющие на коагуляцию.
Материалы и оборудование: 1. Настой крепкого чая. 2. Концентрированная лимонная кислота. 3. Яичный белок. 4. Насыщенный раствор уксуснокислого свинца. 5. Спиртовая вытяжка хлорофилла. 6. Дистиллированная вода. 7. Пробирки (7 шт.). 8. Держалки для пробирок. 9. Штатив для пробирок. 10. Электроплитки или спиртовки.
Порядок работы
В две пробирки налить настой крепкого чая, в одну из них добавить несколько капель лимонной кислоты.
В три пробирки налить раствора яичного белка. В одну из них добавить несколько капель раствора уксуснокислого свинца, другую подогреть, третью – оставить как контрольную.
В две пробирки налить спиртовую вытяжку хлорофилла. В одну из них добавить по каплям дистиллированную воду.
Отметить изменение окраски, появление мутности в растворе, выпадение осадка. Указать причины, которые вызывают данное явление. Сделать выводы, под влиянием каких условий происходит укрупнение частиц.
5. Ответьте на следующие вопросы:
а) Какие факторы вызывают коагуляцию?
б) Почему явление коагуляции не происходит в молекулярно-ионных системах?
в) Какие коллоидные системы обладают обратимой коагуляцией?


Физиология растительной клетки

1.2.1. Проницаемость живой материи и
мертвой цитоплазмы.

Растительная клетка состоит из твердой клеточной оболочки, протопласта (цитоплазмы с ядром и другими органоидами) и вакуоли, заполненной клеточным соком. Оболочка клетки имеет поры до 10 нм, через которые свободно проходят многие вещества. Цитоплазматические мембраны (плазмолемма и тонопласт) обладают свойством полупроницаемости: легко пропускают воду, газы и не пропускают или пропускают с трудом другие вещества, растворенные в воде.
Полупроницаемость обусловлена особым белково-липоидным строением мембран. При нарушении структуры это их свойство теряется.
Цель работы. Установить, как меняется проницаемость цитоплазмы под воздействием разных факторов.
Материалы и оборудование: 1. Корнеплод красной свеклы. 2. Скальпель. 3. Пробирки (5 шт.). 4. Спиртовка или электроплитка.5. Держалки. 6. Лезвия технические. 7. Предметные и покровные стекла. 8. Стеклянные палочки. 9. Кристаллизатор с водой. 10. Хлороформ. 11. 50% раствор этилового спирта. 12. 30% уксусная кислота. 13. Микроскоп.
Порядок работы
1. Из очищенного корнеплода красной свеклы нарезать кубики с длиной грани в 1 см. Кубики промыть водой и поместить в 5 пробирок.
2. В одну пробирку налить 50% этилового спирта (1/2 объема), во вторую – уксусной кислоты, в третью – воды и добавить 3-5 капель хлороформа. В оставшиеся две – дистиллированной воды. Записать время.
3. Одну из пробирок с водой прокипятить 1-2 минуты, воду слить и залить кубики холодной водой. Записать время.
4. Наблюдать в течение 1 часа за изменением окраски жидкости в пробирках. Записать время. Результаты окрашивания жидкости занести в таблицу 2.

Таблица 2 - Влияние разных условий на проницаемость цитоплазмы

Варианты опыта
Скорость окрашивания жидкости

1. Вода комнатной температуры


2. Действие высокой температуры (кипячение)


3. Действие наркотиков (хлороформ)


4. Действие ядов:


уксусная кислота


этиловый спирт



5. Вытащить кусочки свеклы, изготовить тонкие срезы и рассмотреть их под микроскопом. Записать обнаруженные изменения.
6. Сделать выводы о проницаемости живой и мертвой цитоплазмы, о влиянии высокой температуры, наркотиков и ядов на проницаемость мембран цитоплазмы.
7. Ответить на следующие вопросы:
а) Пропускает ли живая цитоплазма клеточный сок?
б) Как влияет на проницаемость цитоплазмы кипячение и ядовитые вещества?
в) Чем можно объяснить различия скорости окрашивания жидкости?

1.2.2. Явление плазмолиза и деплазмолиза

Так как цитоплазма растительной клетки (ее мембраны) обладает свойством полупроницаемости, проникновение через нее веществ, представляет собой осмотическое явление (осмос – диффузия частиц через полупроницаемую перепонку). Клетку следует рассматривать как осмотическую систему, состоящую из двух растворов, разделенных полупроницаемой перепонкой. Роль раствора выполняет клеточный сок, а роль полупроницаемой перепонки – мембраны цитоплазмы.
Раствор, отделенный от чистой воды полупроницаемой перепонкой, «всасывает» воду с силой, равной осмотическому давлению, т. е. давлению которое нужно приложить, чтобы воспрепятствовать передвижению воды в сторону раствора.
При погружении растительной клетки в гипертонический раствор (раствор, концентрация которого превышает концентрацию клеточного сока) из нее выходит вода наружу до выравнивания концентраций клеточного сока и внешнего раствора. При этом, клетка вначале сокращается, а затем, при значительной потере воды цитоплазма отстает от оболочки и пространство между ними заполняет внешний раствор. Это явление называют плазмолизом.
Плазмолиз – обратимый процесс, и при помещении плазмолизированной клетки в чистую воду происходит деплазмолиз.
Цель работы. Установить, как меняется проницаемость цитоплазмы под воздействием разных факторов.
Материалы и оборудование: 1. Луковица синего лука. 2. Листья мха мниума, элодеи, традесканции. 3. Микроскопы. 4. Предметные и покровные стекла. 5. Препаровальные иглы. 6. Лезвия бритвы. 7. Фильтровальная бумага. 8. Стаканчик с кипяченой водой. 9. Молярные растворы сахарозы или хлористого натрия. 10. Капельницы с 50% раствором серной кислоты.
Порядок работы
1. Срезать бритвой кусочки эпидермиса листьев мха и элодеи.
2. Поместить срезы (листья) на предметное стекло в каплю воды, накрыть покровным стеклом.
3. Рассмотреть срезы под микроскопом.
4. Удалить лишнюю воду кусочком фильтровальной бумаги. Стеклянной палочкой под покровное стекло ввести каплю раствора сахарозы или хлористого натрия. Повторить несколько раз.
5. При малом увеличении микроскопа проследить. Что происходит в клетках в течение 5 минут.
6. Зарисовать клетки при насыщении их водой и при разной форме плазмолиза (уголковой, вогнутой, выпуклой).
7. Ввести под покровное стекло 2-3 капли воды, отсасывая раствор фильтровальной бумагой.
8. Сразу же рассмотреть под микроскопом. Обратить внимание на скорость процесса деплазмолиза и сравнить со скоростью плазмолиза. Наблюдать в течение 10 минут.
9. Сделать свежий срез (или взять новые листья), поместить на предметное стекло в каплю 50% раствора серной кислоты, накрыть покровным стеклом. Обратить внимание на изменения, происходящие в клетке.
10. Ввести под покровное стекло 2-3 капли воды, отсасывая серную кислоту фильтровальной бумагой. Повторить несколько раз. А затем ввести каплю плазмолитика (сахарозы или хлористого натрия) и рассмотреть под микроскопом. Установить, наблюдается ли плазмолиз или нет.
11. Записать результаты. Объяснить причину явлений.
12. Ответить на следующие вопросы:
а) Почему клетку считают осмотической системой?
б) Почему проходят плазмолиз и деплазмолиз?
в) Наблюдается ли плазмолиз у мертвых клеток?
г) Почему сильные кислоты не вызывают плазмолиза?

1.2.3. Определение осмотического давления клеточного сока
плазмолитическим методом

Осмотическое давление – один из физиологических показателей водного режима. От его величины зависит поступление воды в клетку. Осмотическое давление соответствует гидростатическому давлению, которое развивает раствор, “всасывая” воду через полупроницаемую перепонку. Его величина зависит от концентрации раствора и абсолютной температуры.
Осмотическое давление растворов веществ, диссоциирующих на ионы, больше, чем неэлектролитов. Грамм-молярные растворы последних имеют одинаковую величину осмотического давления.
Цель работы. Ознакомиться с методом определения осмотического давления. Сравнить величину осмотического давления разных объектов.
Материалы и оборудование: 1. Луковица синего лука. 2. Листья мха мниума, элодеи, традесканции. 3. Микроскопы. 4. Предметные и покровные стекла. 5. Препаровальные иглы. 6. Лезвия бритвы. 7. Чашки Петри или бюксы (7 шт.) 8. Молярные растворы хлористого натрия или сахарозы в колбе. 9. Бумага для этикеток. 10. Пипетки на 5 или 10 мл. 11. Дистиллированная вода в колбе.
Плазмолитический метод основан на подборе раствора, концентрация которого равна концентрации клеточного сока (изотоническая). Находят её по степени плазмолиза. Изотонический раствор будет находиться между раствором, вызывающий начальный плазмолиз, и более слабым, не вызывающим его.
По изотонической концентрации и температуре рассчитывают осмотическое давление по уравнению Р=RTCi ,
где Р - осмотическое давление МПа (мегапаскаль=106Па=9,87 атм);
R - универсальная газовая постоянная равная 0,00831 кДж/град-моль;
Т - абсолютная температура, 0К (Т=tкомн.(0С)+273);
С - изотоническая концентрация раствора, моль/л;
i – изотонический коэффициент, показывающий соотношение частиц (молекул и ионов). Он равен 1+((n-1), где
· – степень диссоциации, n – число ионов, на которое диссоциирует молекула.

Таблица 3- Значение изотонического коэффициента для хлористого натрия

Концентрация, моль/л
1.0
0.8
0.7
0.6
0.5
0.4
0.3
0.2
0.1
0.05
0.01

Изотонический коэффициент
1.62
1.64
1.66
1.68
1.70
1.73
1.75
1.78
1.83
1.88
1.93


Объектами изучения могут служить листья древесных растений (сирени, тополя, липы). Срезы предварительно помещают в раствор нейтрального красного на 10 минут для окрашивания клеточного сока (раствор нейтрального красного 1:5000).
Порядок работы
1. Пользуясь молярным раствором, приготовить рабочие растворы хлористого натрия следующих концентраций: 0,7; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1; 0,05м. Предварительно необходимо составить таблицу 4 по следующей схеме.

Таблица 4 - Необходимое количество молярного раствора и воды для приготовления рабочих растворов

Концентрация
рабочих растворов,
моль/л
Количество в мл


0,1 М раствора хлористого натрия
Воды


2. Приготовить срезы кожицы или листья и поместить их вначале в кипяченую воду, а затем перенести в растворы (начиная с большой концентрации) по два среза на 20 минут. Срезы должны быть погруженными в растворы.
3. Вытащить срезы, поместить на предметное стекло в том же растворе, прикрыть покровным стеклом и рассмотреть под микроскопом.
Записать результаты в таблицу 5.

Таблица 5 - Зависимость степени плазмолиза от концентрации растворов

Концентрация раствора, моль/л
Изотонический
коэффициент
Степень плазмолиза



Лук
Мох
Элодея


4. Установить два соседних раствора: первый, в котором отставание цитоплазмы было едва заметно, и второй, в котором плазмолиз отсутствует. Между ними будет находиться раствор с изотонической концентрацией (соответствующий концентрации клеточного сока).
5. Рассчитать по изотонической концентрации и температуре величину осмотического давления, пользуясь формулой.
6. Сделать выводы о зависимости степени плазмолиза от концентрации наружного раствора, а также о величине осмотического давления у разных видов растений.
7. Ответить на следующие вопросы:
а) Может ли осмотическое давление клеточного сока равняться нулю?
б) Каким путем растение может регулировать (изменять) величину осмотического давления?
в) Зависит ли осмотическое давление в клетках от условий произрастания растений?

1.2.4. Определение величины сосущей силы клеток
упрощенным методом (по Уршпрунгу)

Сосущая сила – сила, с которой клетка всасывает воду. Она определяет передвижение воды по живым клеткам. Если сосущая сила раствора по величине соответствует осмотическому давлению, то сосущая сила клеток определяется разницей между осмотическим и тургорным давлениями (тургор – напряженное состояние оболочки).
Цель работы. Ознакомиться с методами определения сосущей силы клеток. Сравнить ее величину у разных растений и органов.
Материалы и оборудование: 1. Клубни картофеля, корнеплоды моркови, свеклы или крупные плоды яблони, груши. 2. Молярный раствор хлористого натрия. 3. Дистиллированная вода. 4. Бюретки или пипетки на 10 мл. 5. Скальпель. 6. Пинцет. 7. Чашки Петри для растворов (6 шт.). 8. Миллиметровая бумага.
Метод определения основан на том, что при погружении кусочка исследуемой ткани в раствор, имеющий осмотическое давление больше, чем сосущая сила клетки, раствор отнимает воду из клеток, их тургор уменьшается, а следовательно, уменьшаются размеры кусочка ткани. Если сосущая сила клеток больше, чем осмотическое давление раствора, то клетки всасывают воду и размеры их увеличиваются. При равенстве сосущих сил клеток и раствора не происходит ни всасывания, ни отнятия воды, в результате чего размеры кусочков не изменяются.

Порядок работы
1. Приготовить по 20 мл растворов хлористого натрия следующих концентраций: 1.0; 0.8; 0.6; 0.4; 0.2; 0.05 М, пользуясь молярным раствором.
2. Из мякоти изучаемых объектов вырезать пластинку толщиной 2 – 4 мм и длиной не менее 40 мм, разрезать пластинку на полоски по числу приготовленных растворов.
3. Измерить длину полосок с точностью до 0,5 мм.
4. Поместить их по одной в каждый раствор, начиная с большой концентрации, через одинаковые промежутки времени (3 – 5 мин.). Они должны быть полностью погружены в раствор.
5. Через 30 минут полоски ткани вынуть и измерить их длину. Записать результаты в таблицу 6.

Таблица 6 - Длина полосок ткани в растворах разных концентраций


п/п
Объекты изучения

Показатели
Концентрация растворов в молях





1,0

0,8

0,6

0,4

0,2

0,05

1.

Изотонический коэффициент

1,62

1,64

1,68

1,73

1,78

1,88



Длина полосок, мм:









в начале









через 30 минут









разность по длине








6. Найти изотоническую концентрацию (при которой длина полосок не меняется).
7. Вычислить величину осмотического давления растворов, в которых не изменились размеры объектов, пользуясь формулой из предыдущей работы.
Величена осмотического давления раствора в этом случае будет соответствовать величине сосущей силы клеток:
P = S = RTCi .
8. Сравнить результаты по разным объектам. Сделать выводы.
9. Ответить на следующие вопросы:
а) Что такое сосущая сила клеток? От чего она зависит?
б) Каково значение сосущей силы клеток в жизненных процессах?
в) Какие физиологические показатели можно использовать для характеристики обеспеченности растения водой?

2. ВОДНЫЙ РЕЖИМ РАСТЕНИЙ

Водный режим растений включает процессы поступления, передвижения и расхода воды. Вода поступает в растения в результате работы двух двигателей водного тока: нагнетающего действия корней и присасывающего действия транспирации листьев. Последнее передается корням в форме гидростатического напряжения, связывающего работу обоих двигателей.

2.1. Водообмен побега

Водный баланс растения определяется соотношением поглощения и выделения воды. Для того, чтобы водообмен проходил без дефицита, поступление воды не должно превышать расход.
Цель работы. Изучить особенности трех основных процессов: поступление воды в растение, передвижение воды по проводящим тканям и транспирацию.
Материалы и оборудование: 1. Побеги хвойных и лиственных растений (срезанные ветки могут храниться не более трех суток в холодном месте). 2. Банки на 100 – 200 мл. 3. Раствор эозина (0,002 – 0,003 %). 4. Корковые или бумажные пробки. 5. Парафин. 6. Кристаллизатор. 7. Скальпель. 8. Секатор. 9. Весы технические с разновесами. 10. Бумага и клей для этикеток. 11. Электроплитка. 12. Кипяченая вода.
Растения (побег) помещают в банку с определенным количеством воды. Через некоторое время по потере массы определяют количество транспирированной воды, а по убыли в банке жидкости вычисляют количество поглощенной воды. Для определения путей движения воды в нее добавляют небольшое количество краски (эозина), которая окрашивает ткани.
Работа рассчитана на два занятия. На первом осуществляется постановка, на втором – учет и анализ результатов. Каждой бригаде дается индивидуальное задание. При этом берут разные виды растений, помещают приборы в различные условия освещенности и температуры, выбирают разные варианты для изучения направления передвижения воды ( ветка в перевернутом положении, со снятыми полосками коры над уровнем жидкости, а также разными надрезами древесины).
Порядок работы

Закладка опыта

1. Выбрать побег и вариант опыта.
2. Отмерить мерным цилиндром 200 или 100 мл (в зависимости от объема сосуда) подкрашенной эозином воды и налить в банку.
3. Вставить ветку в бумажную или корковую пробку так, чтобы нижний конец не доходил до дна банки на 1 – 2 см.
4. Обновить срез ветки под водой в кристаллизаторе с кипяченой водой. Секатором резать наискось, отступив на 2 – 4 см от конца. Продержать конец под водой 1 – 2 минуты. Не намочить транспирирующей части! У сосны очистить нижний конец ветви от хвои до мутовки или на 10–12 см.
5. Вставить побег в банку, заткнуть пробку плотнее (можно обернуть ватой), покрыть вату и пробку тонким слоем расплавленного парафина.
6. Написать и приклеить этикетку, указать группу, фамилии членов бригады, время закладки.
7. Взвесить всю установку с точностью до 0,1 г. Записать вес на этикетку и в тетрадь.
8. Для определения интенсивности испарения с открытой водной поверхности налить стакан воды, приклеить этикетку и взвесить его. Записать в тетрадь.
9. Для учета испарения через пробирку можно поставить контрольную банку с подкрашенной водой, закрытой, залитой парафином пробкой, но без побега. Взвесить ее.
10. Для изучения динамики транспирации в течение недели ежедневно (или через день) взвешивать установку и стакан с водой.
Вести запись об изменениях (понижение уровня, ослизнение поверхности среза, распускание и набухание почек, подсыхание и опадение хвои).

Учет опыта

1. Осмотреть установку. Отметить замеченные особенности. Записать дату и время учета, определить продолжительность опыта (часов, суток).
2. Определить потерю воды через пробку, для чего взвесить контрольные колбы и найти разницу между начальной и конечной массой (п).
3. Определить количество транспирированной воды (Т). Взвесить установку, найти разность между начальной (М1) и конечной массой (М2) и ввести поправку на потерю воды через пробку (Т = (М1-М2) - п ).
4. Определить количество поглощенной веткой воды за время опыта. Вынуть побег с пробкой, измерить мерным цилиндром количество оставшейся в банке воды (А2) и по разности определить количество поглощенной воды (А = А1-А2).
5. Определить транспирирующую поверхность. Побеги лиственных пород разбить на участки равномерной толщины, измерить длину каждого участка и окружность на середине (полоской миллиметровой бумаги). Перемножив длину на окружность, получим поверхность участков, а сложив их поверхность, получим поверхность побега (S = S1+S2+S3 )
Для определения поверхности хвои, ее взвешивают и умножают на переводной коэффициент (поверхность 1 г хвои сосны – 33 см2). При этом поверхностью самого стебля можно пренебречь.
Для более точного определения переводной коэффициент находят следующим образом : берут 20 хвоинок, взвешивают на торзионных весах и измеряют длину их. По данным Н. В. Лобанова, поверхность хвои равна: для сосны 2,16, для ели 1,41, для лиственницы 2,76 (1– суммарная длина 20 хвоинок).
Поверхность почек (если они крупные) определяют по формуле поверхности конуса (1/3 высоты умноженная на окружность основания).
Путем сложения получают суммарную испаряющую поверхность
S = Sстебля + Sпочек + Sлистьев .
6. Вычислить интенсивность транспирации по формуле
Итр= Т х 10000 / S х B (г/м2
· час). Записать данные в таблицу 7.

Таблица 7 - Интенсивность транспирации

Вид растения,
вариант опыта
Количество воды, г

Транспирирующая поверхность, см2 ( S )
Интенсивность
транспирации, г/м2час
( Итр )


Поглощенной
( А )
Транспирированной
( Т )




7. Сделать поперечные и продольные срезы стеблей скальпелем. Зарисовать части, окрашенные эозином. Определить высоту поднятия краски по ветке в процентах к общей длине побега.
8. Определить интенсивность испарения с открытой водной поверхности. Для этого:
Взвесить стакан с водой, найти количество испаренной воды за время опыта (И). Определить испаряющую поверхность, для чего измерить диаметр водной поверхности стакана S =
·r2.
Интенсивность испарения (Иис.) рассчитать по формуле:

И
· 10000
Иисп.= ((((( ,
S
· В
где Иисп.- интенсивность испарения, г/м2час;
И - количество испаренной воды, г;
S - испаряющая поверхность стакана, см2;
В - продолжительность опытов, часов.
9. Сравнить данные таблицы по разным видам растений и вариантам. Отметить путь движения воды по растению.
10. Ответить на следующие вопросы:
а) Совпадает ли количество поглощенной и транспирированной воды, если нет, то как это объяснить?
б) По какой части стебля движется водный ток?
в) У каких растений выше транспирация, чем объясняется различие?

2.2. Водопроводимость древесины

Вода в растении движется по древесине, основными элементами которой являются у голосеменных трахеиды длиной 1 – 5 мм, у покрытосеменных – трахеиды и сосуды, имеющие длину от 10 см до нескольких метров. У молодых стеблей все сосуды и трахеиды участвуют в проведении воды, у многолетних – лишь наружные годичные кольца древесины. Поэтому водопроводимость или скорость водного тока (количество воды, проходящей через единицу поперечного сечения древесины в единицу времени) различная.
Цель работы. Ознакомиться со скоростью передвижения воды по побегу разных видов.
Скорость водного тока определяют на тех же объектах, что и в предыдущей работе, и используют ее данные.
Материалы и оборудование: 1. Штангенциркуль или счетная лупа. 2. Скальпель.
Порядок работы
1. Записать продолжительность опыта (суток), отметить состояние побега, рассчитать среднее количество прошедшей через побег воды (М).

где: Т – среднее количество транспирированной воды (г);
А – среднее количество всосанной воды(г).
2. Определить площадь поперечного сечения древесины. Для чего измерить диаметр побега без коры и диаметр сердцевины, и вычислить площадь по формуле Q =
· (R2 - r 2)
3. Рассчитать скорость водного тока ( W )

где Q – площадь поперечного сечения древесины, см2 ;
В – продолжительность опыта ( суток ) ;
М – среднее количество воды, прошедшее через древесину, г.
4. Результаты записать в таблицу 8.

Таблица 8 - Водопроводимость древесины

Вид растения
Количество воды, прошедшее через побег, мл (М)
Продолжительность опыта,
суток (В)
Площадь поперечного
сечения древесины побега, см2 (Q)
Скорость водного тока.
мл / см2 сутки


5. Сравнить данные о скорости водного тока разных растений. Сделать выводы.
6. Ответить на следующие вопросы:
а) Чем объяснить различную скорость передвижения воды хвойных и лиственных растений?
б) Зависит ли водопроводимость от толщины ствола?
в) Зависит ли водопроводимость от работы двигателей водного тока?

2.3. Изучение состояния устьиц при различных
внешних условиях методом инфильтрации

Газообмен транспирация у растений регулируются устьичным аппаратом, состоящим из двух замыкающих клеток, имеющих разную толщину стену внутренних, примыкающих к устьичной щели, и наружных. Неодинаковая толщина приводит к тому, что при изменении тургора происходит искривление замыкающих клеток, при этом устьичная щель открывается или закрывается.
Цель работы. Ознакомиться с методом определения степени открытости устьиц и влиянием внешних условий на их состояние.
Материалы и оборудование: 1. Комнатные растения - свежие и подвядшие. 2. Комнатные растения, находящиеся в темноте и на свету (растения следует подготовить за 1 – 2 часа до начала работы). 3. Петролейный эфир, ксилол, этиловый спирт в пузырьках, закрытых пробками, в которые вставлены петли из тонкой проволоки.
Метод основан на разной способности жидкостей, смачивающих клеточные стенки, проникать, в силу капиллярности, через устьичные щели в межклетники, вытесняя воздух. Это хорошо видно по явлению прозрачных пятен.
Петролейный эфир или бензол может проникать через слабо открытые устьица, а этиловый спирт нет.
Порядок работы
1. На нижнюю поверхность листа нанести мелкие капли жидкостей. Лист держать горизонтально до исчезновения капель.
2. Рассмотреть листья на просвет и выявить, какие жидкости проникают в межклетники.
3. Записать результаты в таблицу 9, обозначая проникновение знаком « плюс », не проникновение – знаком « минус ».

Таблица 9 - Состояние устьиц
Объекты
изучения
Варианты
опытов
Проникновение веществ
Состояние
устьиц



Петролейный эфир
Ксилол
Этиловый спирт



4. Сравнить результаты. Сделать выводы.
5. Ответить на следующие вопросы:
а) Под влиянием каких условий меняется степень открытия устьиц?
б) Почему на движение устьиц влияет свет?


2.4 Определение интенсивности транспирации методом быстрого взвешивания

Водный режим включает процессы поглощения, передвижения, усвоения и выделения воды. Последний процесс связан с транспирацией - испарением воды надземными частями растений.
Цель работы. Ознакомиться с одним из методов изучения транспирации. Определить интенсивность транспирации разных видов древесных растений, произрастающих в одинаковых или разных условиях.

Материалы и оборудование
I. Весы с разновесами.
2. Ножницы.
3. Миллиметровая бумага.
4. Психрометр, анемометр и другие приборы, регистрирующие состояние погоды.
Исследования проводят на двух древесных видах в естественной (полевой) обстановке.
Метод основан на учете изменений в весе отрезанного побега или листа за короткий промежуток времени (3-5 минут).

Порядок выполнения работы
1 Выбрать два растения разных видов.
2 Установить весы и другие приборы.
3 Срезать побег (при пользовании торзионными весами можно ограничиться одним листом).
4 Сразу взвесить и взвесить второй раз через 3 минуты.
5 Оборвать листья, обрисовать их контуры на бумаге и определить площадь всех листьев побега.
6 По потере в весе (количество транспирированной воды) и площади листьев рассчитать интенсивность транспирации, пользуясь формулой:
Ит=
К·60·10000
, где


В·П



Ит - интенсивность транспирации - количество воды, испаренное с единицы площади в единицу времени, г/час· м2;
К - количество транспирированной воды, г;
В - интервал между взвешиваниями, мин.;
П – площадь листьев, см2.
7 Работу провести на двух породах с двукратной повторностью.
8 Результаты записать в таблицу.




Таблица
Интенсивность транспирации изучаемых видов
Вид растения
Время
определения
Масса побега в г
Потеря в весе, г
Площадь
Листьев,
см2
Интенсивность транспирации, г/час· м2



в начале
через
3 мин.




1
2
3
4
5
6
7


9. Сравнить данные по интенсивности транспирации разных растений. Сделать выводы.

Контрольные вопросы
1 Какова роль транспирации?
2 Какие внешние факторы влияют на транспирацию?
3 С какими физиологическими процессами связана транспирация?
4 Какими приемами можно сократить транспирацию?


3. УСВОЕНИЕ РАСТЕНИЯМИ УГЛЕРОДА

Фотосинтез – процесс образования органических веществ из углекислоты и воды с использованием солнечной энергии, происходящий в хлоропластах. В них находятся два типа пигментов, улавливающих световую энергию: хлорофиллы “а” и “б”, каротиноиды( ксантофилл и каротин).
Метод их разделения основан на различной адсорбции и растворимости в разных растворителях. Так, хлорофилл и каротин лучше растворяются в бензине, а ксантофилл в спирте, так как он содержит гидроксильные группы.
Хлорофиллы “а” и “б” являются производными порфирина и представляют собой сложный эфир дикарбоновой кислоты хлорофиллина, у которой водород одной карбоксильной группы замещен остатком метанола, а водород другой – остатком спирта фитола. Наличие спиртов можно установить действием щелочи. Центральное место в молекуле занимает магний, соединенный с четырьмя пиррольными кольцами. Его наличие можно установить, действуя кислотой. При этом место магния занимает водород. Образуется феофитин, имеющий буроватую окраску.
Хлорофилл обладает явлением флуоресценции, т. е. отражает лучи с измененной длиной волны, что свидетельствует о его высокой фотохимической активности.
В хлорофилле “б” одна из групп СН3 замещена на группу СНО. Он имеет желтовато-зеленый цвет.
Каротин представляет собой углеводород, имеет оранжевую окраску, ксантофилл – высокомолекулярный спирт.
Для изучения пигментов используют спиртовую вытяжку «сырого хлорофилла». Ее получают следующим образом.
Нарезают свежие или сухие листья (злаков, крапивы, аспидистры) и растирают в фарфоровой ступке. Если листья жесткие, можно добавить кварцевого песка и спирта. К растертой массе приливают этиловый 96% спирт и продолжают растирать. Затем фильтруют через бумажный фильтр.


3.1. Изучение физико-химических и оптических свойств пигментов

3.1.1. Разделение пигментов(по методу Крауса)

Материалы и оборудование. 1. Спиртовая вытяжка пигментов листа. 2. Бензин. 3. Дистиллированная вода в капельнице. 4.Пипетки. 5. Пробирки в штативе. 6. 20% раствор едкого калия или едкого натрия.
Разделение пигментов основано на различной растворимости пигментов в спирте и бензине. Ксантофилл, как двуосновной спирт почти не растворим в бензине.
Порядок работы

Отделение ксантофиллов
1. Налить в пробирку 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов.
2. Прилить 4-6 мл бензина (в два раза больше, чем спиртовой вытяжки). Добавить 2-3 капли воды (чтобы спирт не смешивался с бензином).
3. Закрыть пробирку пальцем. Сильно встряхнуть несколько раз. Поставить пробирку в штатив и дать жидкости отстояться.
4. Жидкость в пробирке разделится на два слоя: верхний – бензиновый и нижний – спиртовой. Если нижний слой сохраняет зеленоватую окраску, добавить 1-2 капли воды и вновь встряхнуть. При помутнении нижнего слоя добавить немного спирта.
5. Записать, в какой цвет окрасится бензиновый и спиртовой слои. Объяснить почему. Сделать выводы.

Отделение каротиноидов
Для отделения каротиноидов необходимо осуществить омыление спиртового раствора пигментов (обработать его 20% раствором щелочи), что приведет к отщеплению остатков метилового спирта и фитола.
6. Налить в пробирку 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов.
7. Добавить двойное количество бензина, 1-2 капли воды, 4-5 капель едкой щелочи. Встряхнуть и поставить в штатив.
8. Жидкость разделится на два слоя: верхний – бензиновый, нижний – спиртовой. Но при этом окраска изменится. Под действием щелочи образуются спирты и калийная или натриевая соль хлорофиллина (соль хлорофиллиновой кислоты), которая сохраняет зеленую окраску, но отличается большой гидрофильностью, не растворима в бензине и перемещается в спиртовой слой.
9. Записать результаты, сделать рисунки. Объяснить, где находится каротин. Написать уравнение реакции.

3.1.2. Отщепление магния и его замещение в хлорофилле

Расположенный в центральной части молекулы хлорофилла магний слабо удерживается, и при действии сильных кислот замещается двумя протонами (водородами). При этом, образуется феофитин, имеющий бурую окраску.
Если подействовать на феофитин солями меди или цинка, окраска зеленая восстанавливается.
Итак, цвет зависит от металло-органической связи в молекуле хлорофилла.
Материалы и оборудование: 1. Спиртовая вытяжка пигментов. 2. 10% соляная кислота. 3. Пробирки. 4. Спиртовка или электроплитка. 5. Держатели пробирок. 6. Уксуснокислая медь или уксуснокислый цинк.

Порядок работы
1. Налить в три пробирки по 2-3 мл вытяжки пигментов.
2. Одну пробирку оставить для контроля.
3. Во вторую и третью пробирки добавить по две капли соляной кислоты.
4. В третью пробирку добавить несколько крупинок уксуснокислого цинка и нагреть до кипения (если при этом окраска не изменится, добавить еще уксуснокислого цинка, и продолжать нагревать).
5. Записать результаты. Дать объяснение. Написать уравнение реакций.


3.1.3. Изучение оптических свойств пигментов

Флуоресценция хлорофилла

Флуоресценция – излучение световой энергии при переходе фотовозбужденной молекулы пигмента в основное невозбужденное состояние. Излучаемый свет имеет большую длину, чем поглощаемый. Это один из возможных путей «разрядки» энергии электронного возбуждения молекулы пигмента. Для пигментов типа порфиринов (хлорофилла) характерна флуоресценция красной части спектра.
В процессе фотосинтеза используются лишь те лучи, которые поглощаются пигментами.
Материалы и оборудование: 1. Пробирки с разными растворами пигментов, полученные при разделении пигментов по Краусу. 2. Бензиновая вытяжка из корнеплода моркови. 3. Спиртовая вытяжка пигментов (насыщеннный раствор). 4. Этиловый спирт для разбавления вытяжки. 5. Пробирки со штативом. 6. Пипетки на 1мл с делениями. 7. Темный экран. 8. Источник света. 9. Спектроскоп.
Порядок работы
1. Рассмотреть спиртовую вытяжку пигментов в проходящем свете, поместив пробирку перед источником света.
2. Рассмотреть спиртовую вытяжку в отраженном свете, поместив пробирку за источником света, а позади ее черный экран.
3. Записать, какую окраску имеет хлорофилл в проходящем и отраженном свете. Ознакомится с явлением флуоресценции (способность отражать лучи с измененной длиной волны).
4. Провести спектральные исследования насыщенной и разбавленной вытяжек пигментов и отдельно каротинов и ксантофиллов. Для этого воспользоваться пробирками с разделенными пигментами от предыдущей работы.
Для изучения взять 5 пробирок. Разбавить спиртовую вытяжку спиртом в отношениях 1:1, 1:3, 1:5, 1:15 : в первую пробирку налить 2 мл насыщенной спиртовой вытяжки;
во второй – 1 мл вытяжки и 1 мл спирта;
в третью – 0,5 мл вытяжки и 1,5 мл спирта;
в четвертую – 0,3 мл вытяжки и 1,5 мл спирта;
в пятую – 0,1 мл вытяжки и 1,5 мл спирта.
5. Поставить их поочередно перед спектроскопом и рассмотреть спектр поглощения растворов разной концентрации.
6. Рассмотреть для сравнения спиртовую вытяжку ксантофилла, полученную при разделении пигментов по Краусу, и бензиновую вытяжку каротина из корнеплода моркови.
Зарисовать спектры (видимые участки в таблице закрасить цветными карандашами, а поглощенные – черным).

Таблица 10 - Спектры поглощения пигментов


Растворы
Цвет


фиолетовый
синий
голубой
зеленый
желтый
оранжевый
красный

Хлорофилла:








неразведенный








конц. 1:1








1:3








1:5








1:15








Каротина








Ксантофилла









Ответить на следующие вопросы:
а) Какие Вы знаете пигменты фотосинтезирующих систем?
б) Какую роль выполняют хлорофиллы и каротиноиды?
в) Из каких химических элементов состоит хлорофилл?

3.1.4. Влияние на хлорофилл света и кислорода

Цель работы. Изучить влияние внешних факторов на хлорофилл.
Материалы и оборудование: 1. Спиртовая вытяжка хлорофилла. 2. Черная светонепроницаемая бумага. 3. Пробирки. 4. Парафин. 5. Корковые пробки. 6. Электроплитка. 7. Фарфоровая чашка. 8. Нитки.
Порядок работы
1. Взять 4 пробирки. Налить в них спиртовую вытяжку пигментов: в две до краев, а в две лишь на половину.
2. Закрыть пробками и залить парафином.
3. Две пробирки (заполненную до краев и заполненную на половину) завернуть в черную светонепроницаемую бумагу.
4. Все четыре пробирки выставить на яркий свет.
5. В течение 3-4 дней ежедневно осматривать их. Отметить произошедшие изменения.
6. Записать результаты. Объяснить изменения окраски. Сделать выводы.


3.2. Изучение фотосинтеза (образование крахмала на свету)

В результате фотосинтеза в листьях образуются органические соединения, которые расходуются на дыхание, отводятся в стебель, а частично переходят в первичный крахмал.
Поэтому наиболее простой метод обнаружения этого процесса – крахмальная проба Ю. Сакса.
Цель работы. Ознакомиться с методом обнаружения процесса фотосинтеза.
Материалы и оборудование: 1. Комнатные растения: герань или пеларгония (желательно пестролистная), колеус, примула, выдержанные в течение 2-3 суток в темноте. За это время весь имеющийся в листьях крахмал превратится в сахара и будет частично израсходован, а частично отведен в стебель. 2. Ножницы. 3. Пинцеты. 4. Плотный картон, фольга или черная светонепроницаемая бумага. 5. Электроплитка. 6. Водяная баня. 7. Спирт, щелочь. 8. Раствор йода в йодистом калии. 9. Пробирки. 10. Чашки Петри. 11. Вазелин. 12. Стеклянные колпаки. 13. Куски стекла.
Метод основан на том, что наличие крахмала можно установить действием йода на обесцвеченные листья.
Порядок работы
1. Подготовить растения (полить и выдержать в темноте в течение 2-3 дней или закрыть отдельные листья светонепроницаемыми мешочками).
2. Срезать два листа. Обновить срез под водой и опустить черешок в стаканчик с водой или пробирку.
3. Покрыть лист с обеих сторон кусочками светонепроницаемой бумаги с вырезанной в них фигурой. Прикрепить их к листу скрепкой, или прикрепить на верхнюю и нижнюю поверхность листа пробковые кружочки точно друг под другом и закрепить их на листе булавкой.
4. Второй лист с прикрепленным экраном поставить в стаканчик с водой и поместить в атмосферу, лишенную углекислоты.
Для этого стаканчик с листом поставить на стекло. Рядом поместить сосуд с крепким раствором едкой щелочи и накрыть стеклянным колпаком. Края колпака обмазать для полной герметичности вазелином.
5. Вставить оба листа на яркий свет (лампочка 200-500 Вт на два часа или более). Следить, чтобы лист не перегрелся!
6. Вытащить листья. Освободить от экранов, поместить в пробирки.
7. Залить кипящей водой (или нагреть на электроплитке до кипения).
8. Слить воду, залить спирт. В пробирку вставить воронку (для уменьшения испарения спирта) и поместить в кипящую водяную баню.
9. Вылить остатки спирта. Залить водой. Затем перенести с водой в чашку Петри, расправить и обработать раствором йода в йодистом калии.
10. Записать результаты. Сделать рисунок. Дать объяснение. Сделать выводы.
11. Ответить на следующие вопросы:
а) Из каких двух стадий состоит процесс фотосинтеза?
б) В какой стадии происходит образование органических веществ?
в) Какие существуют три типа растений по типам фотосинтнза?

3.3 Определение интенсивности фотосинтеза методом половинок

Фотосинтез - процесс образования органических веществ из углекислоты и воды с преобразованием и использованием световой энергии. При этом происходит увеличение сухой массы листа, за счет вырабатываемых продуктов. Это увеличение за определенный срок с поправками на дыхание и отток веществ характеризует интенсивность фотосинтеза.
Цель работы. Ознакомиться с методикой определения фотосинтеза. Получить данные об интенсивности этого процесса у разных видов древесных растений в. естественных условиях.
Материалы и оборудование
I. Ножницы.
2. Пробочные сверла диаметром 2,52 см.
3. Мешочки из светонепроницаемой бумаги.
4. Чашки Петри.
5. Сушильный шкаф.
6. Весы с разновесами.
Опыты проводятся на двух древесных растениях, произрастающих в одинаковых или разных условиях.
Метод основан на учете органического вещества, образовавшегося в процессе фотосинтеза.
Порядок выполнения работы
1 Выбрать два растения разных видов.
2 С южной освещенной стороны в средней части кроны выбрать несколько побегов, на них отрезать половинки листьев, оставляя центральную жилку. На часть побегов с обрезанными половинками листьев одеть мешочки из светонепроницаемой бумаги.
3 Из срезанных половинок листьев сделать высечки пробочным сверлом общей площадью 200 - 250 см2 (I проба).
4 Через 1 или 2 часа на побегах; находившихся: на свету, срезать оставшиеся половинки листьев и сделать такое же количество высечек (II проба).
5 На побегах, закрытых мешочками, также обрезать оставшиеся половинки и сделать высечки (III проба).
6 Все три пробы высечек высушить в сушильном шкафу при температуре 100-105° до постоянного веса и взвесить.
7 Определить количество органического вещества, накопленного в листьях за период опыта (разность весов I и II проб), и количество потерянного органического вещества, ушедшее на дыхание и отток (разность весов I и III проб).
8 Результаты записать в таблицу.

Таблица
Интенсивность накопления органического вещества в листьях
Вид растения
Сухой вес высечек, г
Количество сухого органического вещества, г
Площадь высечек одной пробы, см2
Продолжительность опыта, час.


I проба
II проба
III проба
накопленного в листьях
ушедшего на дыхание



1
2
3
4
5
6
7
8


9 Рассчитать интенсивность фотосинтеза, пользуясь формулой:
Иф=
К+Д·10000
, где


В·П



Иф - интенсивность фотосинтеза, г/час·м2;
Ф - прибавка в весе за счет накопленного органического вещества в листьях (разность между весом I и II проб);
Д - количество органического вещества, ушедшего на отток и дыхание (разность между весом I и III проб) в г; В - продолжительность опыта в часах;
П - площадь высечек одной пробы, см2 .
10 Сравнить интенсивность фотосинтеза разных видов и сделать выводы.

Контрольные вопросы
В чем сущность фотосинтеза?
Какие внешние условия влияют на фотосинтез?
Какова связь между фотосинтезом, дыханием и продуктивностью?

4. ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ

Дыханием называют биологическое окисление органических веществ до углекислоты и воды, происходящее с освобождением энергии. Процесс состоит из двух основных стадий – гликолиза (расщепление глюкозы до пировиноградной кислоты) и цикла Кребса. Значительная часть энергии фиксируется в макроэнергических связях молекул АТФ.

4.1. Определение интенсивности дыхания разных частей
растений

Интенсивность дыхания определяется по количеству выделяющейся углекислоты или расходу органических соединений.
Цель работы. Ознакомиться с простейшим методом учета дыхания. Сравнить интенсивность дыхания разных частей растения.
Материалы и оборудование: 1. Конические колбы на 500 мл с хорошо подогнанными резиновыми пробками, имеющими крючки для подвешивания изучаемого дыхательного материала. 2. Резиновые пробки со стеклянными трубочками. 3. Марлевые мешочки. 4. Бюретки или пипетки. 5. Весы и разновесы. 6. Фенолфталеин в капельнице. 7. 0,1 Н раствор гидроокиси бария (можно заменить едким натрием). 8. 0,1 Н раствор соляной кислоты. 9. Побеги с листьями, хвоя, листья, почки, проросшие семена и другие растительные объекты.
Метод основан на учете выделившейся при дыхании углекислоты, которая связывается гидроокисью бария, а затем остаток щелочи титруется соляной или щавелевой кислотой.
Порядок работы
1. Взять навеску дыхательного материала (побеги, листья, хвоя, почки, проросшие семена) 3-10 г.
2. Поместить материал в марлевый мешочек и прикрепить к крючку на пробке.
3. Налить в колбу 2 капли фенолфталеина и 20 мл гидроокиси бария (Ва(ОН)2), быстро закрыть пробкой с прикрепленным к ней мешочком с дыхательным материалом.
4. Поставить контрольную колбу с двумя каплями фенолфталеина и 20 мл гидроокиси бария.
5. Записать время начала опыта.
6. Собранные аппараты периодически встряхивать, чтобы разрушать образующуюся пленку углекислого бария. При этом необходимо следить, чтобы раствор не попал на мешочек.
7. Через час вытащить пробку с мешочком из колбы. Колбу закрыть пробкой с отверстием. Отметить время окончания опыта. Провести титрование оставшейся щелочи (Ва(ОН)2) соляной кислотой до исчезновения розовой окраски.
8. Оттитровать таким же образом контрольную колбу.
9. Данные титрования записать в таблицу 11.
При дыхании выделяется углекислота, которая реагирует с баритом: Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 + Н2О. Избыток барита титруется раствором соляной кислоты Ва(ОН)2 + 2НСl = BaCl2 + 2H2O. Разность между объемом раствора, израсходованного на титрование в контрольной и опытных колбах, умноженное на 2,2 мг (количество СО2, которому соответствует 1 мл 0,1 н НСl), дает количество выделившийся при дыхании углекислоты.
Таблица 11 - Интенсивность дыхания

Объект
изучения
Масса
материала,
г
Продолжительность опыта
(часов)

Кол-во раствора соляной кислоты израсходованное на титрование (мл)
Интенсивность
дыхания мг/час,
на 1г сырой
массы




контроль
опыт


10. Проанализировать данные и сделать выводы.
11. Ответить на следующие вопросы:
а) Какие органы растений дышат наиболее интенсивно?
б) Какие факторы внешней среды оказывают влияние на дыхание?
в) Каким еще методом можно определить интенсивность дыхания?
г) Какова роль дыхания в жизни растений?

4.2. Определение дыхательного коэффициента

Дыхательный коэффициент – отношение объема выделившейся при дыхании углекислоты, к объему поглощенного кислорода.
Его величина характеризует дыхательный материал и степень анаэробности дыхания, и зависит от газового состава атмосферы, степени окисленности дыхательного материала и других причин.
Цель работы. Определить дыхательный коэффициент для маслянистых семян и содержащих углеводы, в качестве запасного вещества.
Материалы и оборудование: 1. Пробирка с плотно пригнанной резиновой пробкой, в которую вставлена дважды изогнутая градуированная трубка или тонкая стеклянная изогнутая трубка с прикрепленной к ней полоской миллиметровой бумаги. 2. Наклюнувшиеся семена гороха, пшеницы, подсолнечника. 3. 20% раствор едкого натрия. 4. Вода. 5. Полоски фильтровальной бумаги (2 х 6 см). 6. Штатив для закрепления пробирки. 7. Пинцет. 8. Пробирки. 9. Чашка Петри. 10. Часы.

Порядок работы
1. В пробирку прибора насыпать проросшие семена.
2. Закрыть пробирку пробкой, в которую вставлена дважды изогнутая трубка, предварительно смочив пробирку водой.
3. Через минуту опустить длинный конец изогнутой трубки в пробирку, наполовину заполненную водой. Избегать при этом нагревания прибора.
4. Отметить уровень воды в трубке в начале и через 5 минут, затем еще через 5 минут. Разность уровней показывает разность между объемом поглощенного кислорода и выделенной углекислоты (А1).
5. Вынуть пробку, высыпать семена и заменить их на семена другого вида. Смонтировать прибор и определить уровень воды в начале, через 5минут и еще через 5 минут. Найти разность уровней (А2).
6. Вынуть пробку из пробирки с семенами. Проветрить и вложить в верхнюю часть полоску фильтровальной бумаги, смоченную крепким раствором щелочи (для поглощения выделяемой семенами углекислоты).
7. Закрыть пробирку пробкой и через минуту опустить конец трубки в пробирку с водой. Отметить исходный уровень воды в трубке, через 5 минут и еще через 5 минут. Разность уровней покажет количество поглощенного семенами кислорода (В).
Зная величину А и В, найдем дыхательный коэффициент А = О2 - СО2; В = О2; СО2 = В – А, отсюда дыхательный коэффициент равен СО2/О2 = (В – А)/В, где О2 – объем кислорода, СО2 – объем углекислоты.
8. Результаты записать в таблицу 12


Таблица 12 - Дыхательный коэффициент

Объект
Положение мениска
Расстояние,
пройденное за 5 мин
СО2
О2


без
щелочи
с щелочью
без
щелочи (А)
с
щелочью (В)



1
2
3
1
2
3
1
2
ср.
1
2
ср.



9. Сравнить результаты. Сделать выводы.
10. Ответить на следующие вопросы:
а) У каких семян выше дыхательный коэффициент?
б) Какой дыхательный материал при окислении дает больше энергии – окисленный или менее окисленный, при окислении какого больше потребляется кислорода?
в) При уменьшении кислорода в атмосфере увеличивается или уменьшается величина дыхательного коэффициента?


5. МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ РАСТЕНИЙ

Минеральное питание – это совокупность процессов поглощения из почвы, передвижения и усвоения химических элементов, необходимых для жизни растений.
Элементы минерального питания содержится во всех частях растения и играют огромную роль в их жизнедеятельности. К ним относится азот и элементы, которые остаются после сжигания в золе.

5.1. Определение содержания золы в разных частях растений

Оставшиеся после сжигания вещества получили название зольных элементов. Их содержание в разных растениях и в разных частях одного и того же растения не одинаково: зависит от состава почвы, физиологических особенностей и возраста растений. Количество золы зависит от соотношения между живыми и мертвыми клетками.
Цель работы. Получить представление о содержании золы в разных частях (органов) растения, ознакомиться с простейшими приемами озоления частей древесных растений.
Материалы и оборудование: 1. Пронумерованные тигли с крышками. 2. Весы технические с разновесами. 3. Тигильные щипцы. 4. Муфельная печь. 5. 10% раствор азотнокислого аммония. 6. Огнеупорные подставки. 7. Спиртовки. 8. Препаровальные иглы. 9. Воздушно – сухие части сосны, березы, осины (древесина, листья, семена, кора). 10. Ступка с пестиком. 11. Эксикатор.
Порядок работы
1. Взвесить материал для сжигания с точностью до 0,01 г (навески древесины – 4 – 5 г, листья, хвоя – 4 – 3 г, семена, кора – 1 –2 г).
2. Взвесить тигли (предварительно прокаленные и охлажденные). Записать номер и вес.
3. Обуглить древесину – сжечь на спиртовки. Остатки сгоревшей лучины собрать в тигель. Листья растереть в ступке, поместить в тигель.
4. Закрыть тигель крышкой и поместить в муфельную печь, постепенно повышая температуру.
5. Для лучшего сгорания коры и семян и предотвращения спекания его, можно добавить несколько капель азотнокислого аммония.
6. Прокаливать материал до полного озоления (при температуре около +10000С достаточно 15 – 20 минут).
7. После окончания озоления вынуть тигель из муфельной печи и перенести в эксикатор до полного остывания.
8. Взвесить охлажденный тигель с золой.
9. Определить вес золы, вычислить процентное содержание. Данные записать в таблицу 13.

Таблица 13 - Содержание золы

Вид
растения
Часть
растения
Номер
тигля
Масса, г
Содержание
золы, %




пустого тигля
тигля с
золой
материала
золы



10. Сравнить полученные данные для различных частей. Объяснить полученные результаты.
Сделать выводы.
11. Ответить на следующие вопросы:
а) На какие 3 группы делятся минеральные элементы? По какому признаку?
б) Какие части растений содержат меньше золы, какие больше?
в) Могут ли повторно использоваться минеральные элементы?

5.2. Микрохимический анализ золы

Зола растений содержит различные элементы. Их можно обнаружить, используя разнообразные методы, в том числе и микрохимический анализ золы под микроскопом.
Цель работы. Ознакомиться с микрохимическим методом определения состава золы.
Материалы и оборудование: 1. Зола разных частей растения. 2. Дистилированная вода. 3. Аммиачная вода. 4. 10% соляная кислота. 5. Микроскопы. 6. Предметные и покровные стекла. 7. Фильтровальная бумага. 8. Реактивы: 1% серная кислота, 1% раствор кислого фосфорнокислого натрия, 1% раствор кислого виннокислого натрия, 1% раствор молибденовокислого аммония в азотной кислоте, 1% раствор уксуснокислого свинца, 1% раствор железистосинеродистого калия.
Метод основан на получении кристаллов обнаруживаемого элемента, полученных при обработке соответствующим реактивом, которые можно рассмотреть под микроскопом.
Порядок работы
1. В пробирку с золой налить 10% соляную кислоту в соотношении 4:1. Взболтать до растворения.
2. Полученный раствор отфильтровать через складчатый фильтр.
3. На предметное стекло нанести каплю испытуемого раствора (золы) и на расстоянии 2 см от неё каплю реактива. Обе капли соединить стеклянной палочкой (делают дорожку), чтобы их содержимое смешалось.
4. При малом и большом увеличениях микроскопа рассмотреть образовавшиеся кристаллы. Установить наличие отдельных элементов.
5. Для обнаружения кальция берут реактив – серную кислоту. В результате выпадают игольчатые кристаллы гипса.
6. Для обнаружения магния берут реактивы: 1% раствор кислого фосфорнокислого натрия – Na2HPO4, золу вначале нейтрализуют аммиаком. В результате реакции образуются кристаллы фосфорно-аммиачно-магнезиальной соли- NH4MgPO4 , имеющие вид ящичков, крышек, звезд, крестов.
7. Для обнаружения калия необходимо вначале нейтрализовать золу (или взять водный раствор золы). Реактивом является кислый виннокислый натрий – NaHC4H4O6, который дает кристаллы кислого виннокислого калия – КНС4Н4О6 в виде крупных призм и пластинок.
8.Для обнаружения фосфора действуют молибденовокислым аммонием - /Na4/2МоО4 в 1% азотной кислоте. При взаимодействии образуется зеленовато- желтый осадок аммонийно-фосфорного молибдата – /Na4/ 3PO4 12MoO3. Кристаллы имеют вид шариков, треугольников, ромбиков, квадратиков.
9. Для обнаружения серы действуют 1% раствором уксуснокислого свинца - /СН3СОО/2Рb. Выпадают очень мелкие кристаллы в виде игл, звезд, ромбов.
10. Для открытия железа пользуются цветной реакцией с железистосинеродистым калием (желтой кровянной солью – K4[Fe(CN)6]. Образуется берлинская лазурь Fe4[Fe(CN)6]3. Реакцию осуществляют на белой фарфоровой пластинке.
11. Зарисовать кристаллы. Записать уравнения реакций. Сделать оценку золы.
12. Ответить на следующие вопросы:
а) Почему разные органы растений содержат неодинаковое количество золы?
б) Какие элементы чаще всего всречаются в золе?
в) Какова взаимосвязь между фотосинтезом, дыханием и корневым питанием?

5.3. Знакомство с расчетом и методикой закладки вегетационных опытов

Потребность растений в том или ином элементе можно выяснить химическим анализом или путем постановки специальных опытов с выращиванием растений в полевых или в лабораторных (искусственных) условиях. Последние называются вегетационными опытами.
Цель работы. Познакомиться с расчетом и постановкой вегетационных опытов.
Постановка опытов включает следующие операции:
Уяснение задачи (цели).
Составление схемы.
Подбор и тарирование сосудов (доведение дренажем до одинакового веса).
Подготовка почвы, определение ее влажности и необходимого количества на сосуд.
Подбор форм и доз удобрений.
Расчет удобрений.
Расчет поливного веса.
Взятие навесок удобрений.
Внесение удобрений и набивка сосудов.
Подготовка семян и посев.
Полив по поливному весу. Уход за посевом, прореживание.
Наблюдения, текущий учет, ведение записей.
Отмывка растений. Измерение, высушивание, взвешивание.
Обработка материала. Составление заключения.

Расчет удобрений

Расчет удобрений для вегетационных опытов производится по молекулярному весу.
Пример расчета

Рекомендуемая доза азота – 0,08 г на 1 кг почвы. В качестве удобрения выбран сульфат аммония – (NH4)2SO4. Молекулярный вес 132. В 132 г соли содержится 2 х 14 = 28 г азота. При ёмкости сосуда на 2 кг почвы требуется 132 – 28 = Х – 0,08 х 2, Х = ((132х0,08)/28)х2 = 0,76 г

Расчет поливного веса

Для установления поливного веса необходимо определить влажность почвы (предположим, она равна 5%) и количество капилярно-всасонной воды (определяется по специальной методике, предположим, оно равно 15%). Общая влагоемкость будет составлять 5 + 15 = 20%. Оптимальной влажностью считается влажность, соответствующая 60% полной влагоемкости, что составляет в нашем примере: 20 – 100 = Х – 60
Х= (20х60)/100 = 12% или 12 г на 100 г абсолютно сухой почвы.
В 2 кг почвы, входящей в сосуд, при влажности 5% будет 1900 г абсолютно сухой почвы.
На данную почву потребуется следующее количество воды: 12 – 100 = Х – 1900,
Х = (12х1900)/100 = 228 ( 230 г
Поливной вес складывается из веса (массы) тарированного сосуда (предположим, 750 г), абсолютно сухого веса почвы (1900 г) и поливной воды (230 г), итого – 750 + 1900 + 230 = 2880 (г)
Расчет удобрений и поливного веса производится в соответствии с индивидуальным заданием.
Порядок работы
Составить схему опыта, подобрать удобрения и дозы в зависимости от почвы и вида растений.
Произвести расчеты.
Ответить на следующие вопросы:
а) Какие Вы знаете методы изучения корневого питания?
б) В чем недостаток вегетационного метода исследования?

5.4. Определение степени микоризности древесных растений
с эктомикоризами

Древесные растения вступают в симбиотические взаимоотношения с почвенными грибами. Это проявляется в образовании микориз (грибокорень). При этом автотрофные растения приобретают некоторые черты гетеротрофрости, и способ питания их называют микотрофным. Микотрофность способствует лучшему усвоению питательных веществ.
Микоризы делятся на эктотрофные (эктомикоризы), у которых на поверхности корневых окончаний образуется чехол из гифов грибов, проникающих часто по межклетникам в первичную кору и эндотрофные (эндомикоризы), у которых гифы грибов располагаются в клетках и межклетниках первичной коры.
Цель работы. Ознакомиться с типами микориз и строением корневых окончаний разных древесных растений, а также с методикой определения степени микоризности.
Материалы и оборудование: 1. Корневые мочки разных древесных растений (заготавливаются в августе – сентябре и хранятся в 70% этаноле). 2. Сеянцы сосны. 3. Бинокулярная лупа. 4. Микроскоп. 5. Счетная лупа. 6. Чашки Петри. 7. Препаровальные иглы.8. Лезвия технические. 9. Кусочки сердцевины бузины для приготовления срезов.10. Предметные и покровные стекла. 11. Стаканы с кипяченой водой. 12. Миллиметровая бумага.
Метод основан на непосредственном подсчете количества эктомикориз и немикоризных корневых окончаний (не имеющих грибного чехла и покрытых корневыми волосками) с пересчетом на единицу длины проводящего корня.
Порядок работы
1. Ознакомиться с корневыми мочками исследуемых растений, отметить типы корневых окончаний, измерить длину их и найти среднюю, определить характер и степень ветвления (количество корневых окончаний в мочке).
2. Из корневых окончаний сосны, клена, ясеня сделать поперечные срезы, помещая корни в сердцевину бузины. Рассмотреть их под микроскопом. Установить тип микоризы. Сделать рисунок.
3. Поместить корни сосны в чашки Петри с водой. Под бинокулярной лупой подсчитать количество немикоризных корневых окончаний удлиненной формы, не имеющих грибного чехла, и количество простых, вильчатых и коралловидных микориз.
4. Измерить длину проводящего корня и пересчитать количество микориз на единицу длины. Определить долю микориз в общем количестве корневых окончаний в %.
5. Степень микоризности можно установить глазомерно в баллах: 0 – полное отсутствие микориз, 1 – наличие отдельных микориз, 2 – до половины корней последнего порядка представлены микоризами, 3 – микоризы составляют более половины корневых окончаний.
6. Данные учета микориз записать в таблицу 14.
Таблица 14 - Характеристика корневых окончаний древесных растений

Вид
растения

Средняя
длина
корневых
окончний,
мм
Количество окончаний на 10 см
проводящего корня, шт.
Степень
микориз-
ности в __%___
баллах



немикоризные
микоризы





простые
сложные
всего



1. Сравнить результаты. Сделать выводы.
2. Ответить на следующие вопросы:
а) В чем особенность микотрофного питания?
б) Какой тип микориз присущ большинству древесных растений?
в) Чем отличается один тип микориз от другого?

6. РОЛЬ МИКРООРГАНИЗМОВ В ПИТАНИИ РАСТЕНИЙ

6.1 Изучение жизни микробов под микроскопом

Микроорганизмы – мельчайшие живые существа, участвующие в круговороте веществ и имеющие важную роль в питании растений.
Цель работы. Ознакомиться с микробами, встречающимися в разных средах, и методах изучения их жизни.
Материалы и оборудования: 1. Навозная жижа, простокваша, другие объекты. 2. Предметные стёкла с углублением. 3. Покровные стёкла. 4. Вазелин. 5. Микроскопы.
Известны два метода изучения микробов под микроскопом: метод «раздавленной капли», при котором используются обычные предметные стёкла, при этом можно вести кратковременные наблюдения; метод «висячей капли», при котором используются предметные стёкла с углублением, благодаря чему создаётся «влажная камера», позволяющая вести более длительное изучение.

Порядок работы
1. Взять предметное стекло с углублением. Смазать края углубления вазелином.
2. На покровное стекло стеклянной палочкой нанести каплю исследуемой жидкости. Опрокинуть предметное стекло каплей вниз и поместить над углублением в предметном стекле.
3.Рассмотреть каплю под микроскопом при малом, а затем большом увеличении.
4. Записать какие микроорганизмы Вы наблюдаете.
5. Ответить на следующие вопросы:
а) Какие группы микроорганизмов встречаются в почве?
б) По каким признакам можно отличить одну группу от другой?

6.2 Влияние внешних условий на жизнедеятельность микробов

Жизнедеятельность микроорганизмов зависит от многих внешних условий (питательных веществ, водного режима, температуры, газового состава воздуха, кислотности среды). Оказывают влияние вещества, выделяемые другими организмами.
Цель работы. Изучить влияние разных факторов на жизнедеятельность микробов.
Материалы и оборудования: 1.Стерильные чашки Петри с питательной средой (мясопептоновый агар – приготовление изложено в специальных методических пособиях) или стерильные чашки Петри, завёрнутые в бумагу, и пробирки со стерильной средой. 2. Водяная баня, спиртовка, спички, бюксы с сернистой медью, уксуснокислым свинцом, хромовокислым калием, толуол. 3. Термостат. 4. Соляная кислота, едкий натрий и дистиллированная вода в капельницах.

Порядок работы
Выбрать вариант для опыта: кислотная среда, температура, ядовитые вещества, фитонциды.
Закладка опыта
1. Поместить пробирки с питательной средой в водяную баню. В варианте с разной кислотностью среды добавить по несколько капель кислоты, щелочи и дистиллированной воды.
2. Вылить расплавленный мясопептоновый агар из пробирки в чашки Петри. Не открывая чашки, распределить питательную среду тонким слоем.
3. Дать пластинкам агара остыть.
4. Поставить все чашки варианта на одном столе.
5. Снять крышки с чашек и держать открытыми в течение 10 минут (микробы, находящиеся в воздухе, оседают на агаровую пластинку).
6. В соответствии с вариантом приготовить вещества и поместить их на агаровую пластинку.
7. Закрыть чашки и завернуть в бумагу.
8. При изучении влияния температуры чашки помещают в разные температурные условия.
9. При изучении влияния фитонцидов, взять навеску 3-5 г, луковиц лука, почек черёмухи, листьев герани растереть в ступке. Кашицу поместить в верхнюю крышку, накрыть её нижней с агаровой пластинкой и завернуть в бумагу.
10. Чашки всех вариантов, кроме варианта «с температурой»,поместить в термостат.

Учёт опыта

О действии тех или иных факторов на жизнедеятельность микроорганизмов судят по их размножению и образованию колоний. В чашках на питательной среде развиваются грибы, актиномицеты, бактерии.
1. Пользуясь лупой или микроскопом МБС-1, изучить колонии: дать их описание и подсчитать количество (отдельно колонии бактерий, грибов, актиномицетов).
2. При описании колоний указать: рост (плохой, умеренный, хороший); величину (крупные, мелкие, точечные); форму (круглая, элипсовидная, ветвистая); края (ровные, изрезанные, волнообразные); рельеф (плоский, выпуклый, вдавленный); поверхность (блестящая, матовая, неровная, морщинистая, складчатая); окраска (наличие пигмента, цвет, мутные, опалесцирующие).
3. Подсчитать количество колоний.
4. Записать данные в таблицы 15, 16.
Таблица 15 - Влияние различных внешних условий на жизнедеятельность микроорганизмов
Варианты
опыта
Описание колоний
Количество
видов
Преобладают

1
2
3
4


Таблица 16 - Влияние разных факторов на развитие микроорганизмов

Факторы,
влияющие
на микробы
Варианты
опыта
Преобладающие
организмы
Действие
фактора


4. Сопоставить данные. Сделать выводы.
5. Ответить на следующие вопросы:
а) Какие Вы знаете группы почвенных микроорганизмов? Чем они отличаются?
б) Назовите, какие факторы влияют на жизнедеятельность микробов?
в) В каких микробиологических процессах, протекающих в почве, участвуют микробы?

6.3. Изучение аммонификации белковых веществ

Микроорганизмы осуществляют минерализацию органических веществ, переводят недоступные для растения соединения в доступные, усвояемые.
Одним из таких процессов является аммонификация – микробиологический процесс превращения органического азота (азота, входящего в состав органических соединений) в аммиачный азот. Процесс осуществляют различные гетеротрофные организмы как в аэробных, так и в анаэробных условиях.
Цель работы. Ознакомиться с методикой изучения процесса.
Материалы и оборудование: 1. Плоскодонные колбы на 100 мл. 2. Мясо-пептоновый бульон (готовится заранее и хранится в холодильнике). 3. Электроплитки. 4. Влажная почва для посева. 5. Красные лакмусовые бумажки. 6. Фильтровая бумага, смоченная раствором уксуснокислого свинца. 7. Термостат. 8. Мерные цилиндры. 9. Ватные пробки.
Метод основан на том, что в процессе аммонификации выделяется аммиак и сероводород, наличие которых можно обнаружить цветными реакциями.
Порядок работы
1. Налить мясо-пептоновый бульон в колбочки по 50 мл. Стерилизовать и охладить.
2. Внести небольшое количество влажной почвы. Колбы закрыть ватными пробками, к которым подвесить полоски влажной лакмусовой и фильтровальной бумаги, смоченной уксуснокислым свинцом (при наличии сероводорода белая бумага чернеет).
3. Поставить колбы в термостат при температуре +25 – 30( на 4 – 5 дней.
4. Через 4 – 5 дней осмотреть колбы. Записать результаты. Дать объяснения. Сделать выводы.
5. Ответить на следующие вопросы:
а) какое значение имеет аммонификация в жизни растений?
б) От чего зависит скорость аммонификации?
в) В каких условиях происходит аммонификация?
г) какие микроорганизмы вызывают аммонификацию?

6.4. Изучение нитрификации

Нитрификация – микробиологический процесс окисления аммиака в азотную кислоту с последующим преобразованием в нитриты и нитраты.
Цель работы. Ознакомиться с методикой изучения процесса.
Материалы и оборудование: 1. Плоскодонные колбы на 100 мл. 2. Питательная смесь на 1 л воды сернокислого аммония – 2,0 г , двухзамещенного фосфорнокислого калия – 1,0 г, сернокислого магния – 0,05 г, хлористого натрия – 2,0 г , сернокислого закисного железа – 0,4 г. 3. Углекислый магний. 4. Почва богатая гумусом. 5. Электроплитки. 6. Реактив Грисса (состоит из двух растворов: 0,5 г сульфаниловой кислоты в 150 мл разбавленной уксусной кислоты и 0,1 г нафтиламина в 20 мл воды с добавкой 150 мл разбавленной уксусной кислоты). 7. Дифениламин в концентрированной серной кислоте. 8. Пробирки. 9. Стеклянные палочки. 10. Слабые растворы азотнокислого калия и азотистого натрия. 11. Термостат. 12. Белые фарфоровые пластинки.
Метод основан на получении розовой окраски при нагревании раствора, содержащего нитриты с реактивом Грисса и синей окраски при взаимодействии растворов, содержащих нитраты с дифениламином в серной кислоте.



Порядок работы

1. Налить 50мл питательной смеси в колбу и добавить около 0,5г углекислого магния (для большего выделения СО2). Закрыть колбу ватой пробкой и прокипятить 2-3 минуты.
2. Охладить и добавить к смеси комочек земли, взболтать.
3. Ознакомиться с реакцией на нитриты. Взять на пластинку или предметное стекло небольшое количество слабого раствора азотнокислого натрия и добавить каплю реактива дифениламина в серной кислоте.
4. Ознакомиться с реакцией на нитраты, взять 0,5-1,0 мл раствора азотнокислого калия, добавить такое же количество реактива Грисса, взболтать и нагреть до кипения.
5. Проделать такие же реакции с питательной смесью и убедиться в отсутствии нитритов и нитратов.
6. Поместить в термостат.
7. Через неделю определить наличие их в питательной смеси (реакции рекомендуется проводить ежедневно).
8. Записать результаты. Сделать выводы.
Ответить на следующие вопросы:
а) Под действием каких организмов (автотрофов или гетеротрофов) осуществляется прцесс?
б) Из каких стадий состоит этот процесс?
в) Какое значение имеет нитрификация для растений?

7.ПРЕВРАЩЕНИЕ ВЕЩЕСТВ

7.1. Анализ запасных веществ

К запасным веществам относятся углеводы (глюкоза, фруктоза, сахароза, гемицеллюлоза, крахмал), простые белки и жиры. Их наличие можно обнаружить с помощью качественных реакций.
Глюкозу и фруктозу можно обнаружить, нагревая раствор с феллинговой жидкостью. При их наличии образуется красный осадок закиси меди.
Наличие крахмала можно установить при помощи реакции с йодом. Крахмал окрашивается в синий цвет, жиры окрашиваются суданом III в красный цвет.
Белки открывают при помощи биуретовой реакции, которая связана с присутствием в молекуле пептидных связей (-СО-NН-). Исследуемый объект обрабатывают концентрированный раствором щелочи (КОН или NaOH), а затем слабым раствором медного купороса CuSO4. При этом белок окрашивается в фиолетовый цвет.
Цель работы. Ознакомиться с методикой обнаружения запасных веществ в семенах растений.
Материалы и оборудование: 1. Семена разных растений (жёлтой акации, сосны, ели, кедра, пшеницы, каштана, дуба и др. 2. Весы и разновесы. 3. Фарфоровая ступка с пестиком. 4. Пробирки. 5. Дистиллированная вода. 6. Пипетка на 5мл с делениями. 7. Воронки. 8. Фильтровальная бумага. 9. Электроплитка или водяная баня. 10. Штатив. 11. Реактивы: раствор йода в йодистом калии, 30% раствор едкого натрия, 5% раствор сернокислой меди (можно 1%), судан III. 12. Держалки.

Порядок работы
1. Взять навеску семян 2-3 г.
2. Растереть семена в ступке.
3. Половину муки высыпать в пробирку, залить водой –10мл, взболтать, нагреть на электроплитке или водяной бане, затем остудить.
4. Добавить в пробирку 1-2 капли раствора йода, взболтать, поставить в штатив.
5. К оставшейся в ступке муке прилить 4мл раствора едкого натрия, а затем 1мл раствора сернокислой меди, растереть и смыть кашицу 5мл воды в пробирку. Пробирку поставить в штатив.
6. Взять по 2-3 семени изучаемого растения, положить на фильтровальную бумагу и раздавить фарфоровым пестиком. Посмотреть бумагу на свет. Определить, есть ли масляные пятна.
Такую же работу проделать с семенами других растений. Результаты записать в таблицу 17, обозначив отсутствие знаком “0”, мало знаком “+”, умеренно “++” и много “+++”(сравнить данные по разным семенам).
Таблица 17 - Наличие запасных веществ

Вид
растения
Наличие
Преобладающее
запасное
вещество


крахмала
белка
жира


1
2
3
4
5


1. Сравнить результаты. Сделать выводы.
2. Ответить на следующие вопросы:
а) Какие Вы знаете запасные вещества растений? В чём их достоинства и недостатки?
б) Какие органические соединения могут выполнять разную роль одновременно?
в) Как можно разделить органические вещества по их роли?

Определение вторичных метаболитов

Вторичные выполняют защитные функции. К ним относятся алкалоиды, дубильные вещества.
Цель работы. Ознакомиться с методом обнаружения защитных веществ.
Материалы и оборудование: 1. Кора ивы, ели, дуба, осины, волчника и др., стебли чемерицы. 2. Пробирки. 3. Держалки пробирок. 4. Электроплитка и водяная баня. 5. 1% раствор хлорного железа. 6. Фарфоровая ступка с пестиком. 7. Раствор йода в иодистом калии.
Метод основан на получении цветных реакций. Так, дубильные вещества легко извлекаются водой при кипячении, и при взаимодействии с хлорным железом дают чёрную или зеленоватую окраску. Алкалоиды обнаруживаются по появлению коричнево-красной окраски при действии йода.
Порядок работы
1. В пробирку помещают кусочки коры. Заливают водой и ставят в кипящую баню.
2. Сливают в две пробирки, охлаждают и в одну добавляют 1-3 капли раствора хлористого железа.
Работу проводят с несколькими растениями.
1. Во вторую пробирку добавляют несколько капель раствора йода.
2. Стебли или семена растереть в ступке с водой, а затем добавить несколько капель раствора йода.
3. Записать результаты. Указать, в каких объектах обнаруживаются дубильные вещества и алкалоиды.

7. 3. Обнаружение фермента амилазы в прорастающих семенах

Ферменты – биокатализаторы, вырабатываемые живой растительной клеткой. В растениях встречаются две амилазы: «(» амилаза, вызывающая распад крахмала на крупные осколки (декстрины) и «(» амилаза, отщепляющая от крахмала концевые остатки мальтозы. В сухих крахмалистых семенах содержится лишь «(» амилаза, причём она почти вся связана с белками. При прорастании она переходит в свободное состояние, кроме того, происходит синтез «(» амилазы.
Цель работы. Убедиться в том, что ферменты образуются в процессе жизнедеятельности растения.
Материалы и оборудование: 1. Проросшие и не проросшие семена пшеницы или ячменя, гороха или жёлтой акации, подсолнуха. 2. Чашки Петри с пластинками крахмального агар-агара (2% крахмальный клейстер и 2% агар-агар). 3. Скальпель. 4. Пинцет. 5. Слабый раствор йода в иодистом калии.
Порядок работы
1. Разрезать проросшие и сухие семена.
2. Смочить срезы водой и уложить на крахмально-агаровую пластинку. Чашку закрыть.
3. Через 30-40 минут осторожно снять пинцетом семена.
4. Облить пластинку слабым раствором йода.
5. Записать результаты.
6. Ответить на следующие вопросы:
а) Какое действие оказывают проросшие и не проросшие семена на пластинку?
б) Одинаково ли действие крахмальных и маслянистых семян.
7. Сделать выводы.


7.4. Влияние температуры на скорость ферментных реакций

Ферменты участвуют во всех процессах синтеза и распада органических веществ. Их действие зависит, в первую очередь , от температуры и кислотности среды.
Цель работы. Изучить влияние температуры на работу амилазы. Ознакомиться с методикой изучения работы ферментов и характером их действия.
В данной работе изучается действие фермента амилазы на крахмал, представляющий собой смесь двух полисахаридов - амилозы и амилопектина. Под действием фермента крахмал распадается с присоединением воды через ряд промежуточных продуктов (декстрин) до мальтозы (дисахарида, состоящего из остатков двух глюкоз).
Материалы и оборудование: 1. Набор пробирок в штативе. 2. Пипетки на 5 и 10 мл. 3.Электроплитка. 4. Водяные бани. 5. Термос с кусочками льда. 6. Слабый раствор йода в иодистом калии. 7. Двухпроцентный крахмальный клейстер. 8. Термометры. 9. Солодовая вытяжка. Способ приготовления: 25 г солода обливают 100 мл теплой воды (температура +35 0С), перемешивают, дают настояться 30-60минут и фильтруют.
Метод изучения основан на получении разных цветных реакций при взаимодействии крахмала и продуктов его распада (декстринов разной величины) с йодом. Крупные – амилодекстрины дают фиолетовую окраску, эритродекстрины – красную, охродекстрины – оранжевую, мальтодекстрины – не окрашиваются йодом. Наличие разной окраски даёт возможность скорости разложения.
Порядок работы
1. Выбрать варианты опыта. Предложены варианты с разной температурой: 00С, +200С, +300С, +550С и +1000С (кипяченый солод). Температура 00С поддерживается с помощью льда, для поддержания температуры +300С и +550С используют водяные бани. Можно ограничиться вариантами +200С, +300С,+550С.
2. В 10-15 пробирок налить по 5 мл слабого раствора йода. Поставить в штатив. Пипетку промыть.
3. В 3 пробирки (по числу выбранных вариантов) налить по 10 мл 2% крахмального клейстера и поставить в разные температурные условия (в зависимости от варианта).
4. После выравнивания температур содержимого пробирок со средой, в которую их поместили, добавить по 1-2 мл солодовой вытяжки, перемешать и из пробирки первого варианта (с низкой температурой) взять пробу и вылить в пробирку с раствором йода.
5. В пробирки с крахмалом и солодом после встряхивания вставить пипетки на 5 мл и поместить их в соответствующие вариантам температурные условия (вода со льдом, штатив, водные бани). Затем из каждой пробирки через определённое время брать пробы 1 мл и выливать в пробирки с йодом (в варианте 00С - через 12 минут, +200С- через 6 минут, +300С - через 3 минуты, +550С - через 1 минуту).
6. Для определения влияния температуры +1000С налить в пробирку 1-2 мл солодовой вытяжки, нагреть на электроплитке до кипения, вылить в пробирку с крахмалом, а затем взять пробу через 3-6 мин.
7. Собственные результаты и результаты других бригад (по другим вариантам) записать в таблицу 18.





Таблица 18 - Изменение окраски крахмала и продуктов его распада при реакции с йодом

Варианты
опыта
Интервал
между
взятием
проб,мин

Окраска продуктов разложения крахмала с йодом



Продолжительность действия фермента, мин




0

1

2

3

6

9

12

18

24

30

При 00
12











200
6











300
3











550
1











1000
12











контроль
(без солода)
12












1. Проанализировать полученные результаты, записать выводы.
2. Ответить на следующие вопросы:
а) Чем отличается действие ферментов от обычных катализаторов?
б) Каковы особенности работы ферментов в живых растительных клетках?
в) Какие внешние условия влияют на работу ферментов?

8. РОСТ РАСТЕНИЙ

Рост - необратимое увеличение линейных размеров, поверхности, объёма, массы растений, связанные с новообразованием структур.

Изучение периодичности роста

8.1.1.Изучение роста побега

Рост древесных растений и отдельно их побегов происходит периодично как в течение всей жизни растений, так и каждого вегетационного сезона.
Материалы и оборудование: 1. 2-3 летние закончившие рост побеги разных древесных растений с хорошо выраженными междоузлиями. 2. Линейки.
3. Скальпели. 4. Пробирки. 5. 20%-раствор хромовой кислоты. 6. Предметные стекла. 7. Электроплитка или спиртовка. 8. Микроскоп с окулярным микрометром.
Порядок работы
1. На побегах найти границу приростов и изменить длину междоузлий от основания к вершине.
2. Данные записать и вычертить кривые периодичности роста побегов, отметить по горизонтальной оси порядок междоузлия, а по вертикальной оси – их длину.
3. Из короткого междоузлия, образовавшегося в начале года, и из самого длинного, скальпелем взять отрезки древесины длиной 4-5 мм и шириной 2-3 мм, толщиной около 0,25 мм.
4. Поместить отдельно в пробирки и добавить 1 мл 20% раствора хромовой кислоты.
5. Нагреть пробирки до начала парообразования. Произойдет частичная мацерация.
6. Поместить часть мацерированной древесины на предметное стекло в каплю воды, разъединив древесины на отдельные волокна, прикрыть покровным стеклом и убрать лишнюю воду.
7. Изменить длину 10-15 волокон окулярным микрометром (с известной ценой деления).
8. Рассчитать среднюю длину волокон и их количество, вмещающееся по длине междоузлий, разделив длину междоузлий на среднюю длину волокон.
9. Сопоставить полученные данные, указав периоды интенсивного и замедленного роста; сравнить данные по годам и видам растений. Сравнить длину волокон и число клеток короткого и длинного междоузлия. Сделать выводы.


8.1.2. Изучение периодичности роста растений по толщине

Рост деревьев по толщине происходит за счет деления клеток камбия. Изучение роста дерева по толщине может осуществляться путем измерения ширины годичных колец.
Материалы и оборудование: 1. Поперечные спилы древесных стволов разных видов. 2. Линейки.
Порядок работы

1. На спиле подсчитать количество годичных колец. Определить возраст.
2. По двум взаимноперпендикулярным диаметрам от центра к коре отсчитать пятилетние приросты (отделить по 5 годичных колец), обозначить на спиле границы карандашом.
3. Измерить пятилетние приросты.
4. Данные записать в таблицу 19.


Таблица 19 - Ход роста дерева в толщину


Возраст
Диаметр,
мм
Прирост по
пятилетиям, мм
Средний годичный
прирост по пятилетиям, мм


1. По данным построить графики, указав по горизонтальной оси – пятилетия, по вертикали – средний текущий прирост по пятилетиям.
2. Сопоставить данные и сделать выводы.
3. Ответить на следующие вопросы:
а) Почему рост растения неравномерный?
б) Что такое покой растений, какие различают виды покоя?

9. УСТОЙЧИВОСТЬ РАСТЕНИЙ

Под устойчивостью понимают способность растений переносить не благоприятные условия с наименьшим вредом для себя.

Превращение запасных веществ в побегах растений в зимний период

На зиму в живых клетках древесины, и частично, сердцевины откладываются запасные вещества, которые в течение года подвергаются преобразованиям и переходят в другие вещества. С этими процессами связана глубина, продолжительность зимнего покоя и устойчивость растений к низким температурам.
Цель работы. Ознакомиться с изменениями, проходящими в растениях при подготовке их к зиме, а так же с методикой обнаружения разных веществ.
Материалы и оборудования: 1. Побеги дуба, липы, срезанные в сентябре и январе, помещенные вертикально в плотно закрытые банки, на дно которых налит 96% спирт. 2. Раствор йода в иодистом калии (2 г КI растворить в 5мл дистиллированной воды и добавить 1 г металлического йода, после растворения добавить до 200 г воды). 3. Раствор судана III (в 20 мл 96% спирта растворить 0,2 г краски, затем добавить 20 мл глицерина) в капельнице. 4. Насыщенный раствор сернокислой меди. 5. Щелочной раствор сегнетовой соли (86,5 г сегнетовой соли и 60 г едкого натрия в 100мл воды). 6. Феллинговая жидкость. 7. Микроскоп. 8. Предметные и покровные стекла. 9. Бритвы. 10. Глицерин. 11. Пинцет. 12. Иглы препаровальные. 13. Спиртовка или электроплитка. 14. Фильтровальная бумага. 15. Пробирки и держалки.
Порядок работы
1. У древесных побегов срезать нижнюю часть. Из верхней части приготовить по несколько срезов на трех предметных стеклах.
2. Провести микрохимические реакции для обнаружения крахмала, жиров, редуцирующих сахаров в осенних и зимних побегах.
3. Обнаружение крахмала. На поперечный срез нанести каплю раствора йода, закрыть покровным стеклом и рассмотреть пол микроскопом.
4. Обнаружение жиров. Срез побега поместить в каплю раствора Судана III, закрыть покровным стеклом. Через 10 минут рассмотреть под микроскопом при малом и большом увеличениях, обратив особое внимание на сердцевинные лучи сердцевину.
5. Обнаружение сахаров.
а) Отрезок побега 4-6 см разрезать вдоль.
б) Погрузить на 5 минут в насыщенный раствор сернокислой меди.
в) Сполоснуть и поместить в пробирку с кипящим раствором сегнетовой соли (кипятить 2 минуты).
г) Промыть кусочки, сделать из них срезы, поместить в каплю глицерина и рассмотреть под микроскопом.
6. При наличии редуцированных сахаров (в присутствии моносахаридов) при нагревании образуется почти черные кристаллы закиси меди.
7. Записать результаты в таблицу 20, отметить, в каких тканях обнаружены те или иные запасные вещества, примерно в каком количестве ( нет, очень мало, в достаточном количестве, много). Провести сравнение осенних и зимних проб.
Таблица 20 - Наличие запасных веществ

Растение


Дата
В каких тканях обнаружены
количество в баллах



крахмал

жир

редуцированных
сахаров



8. Ответить на следующие вопросы:

а) В какое время года в побегах больше всего крахмала?
б) Какие запасные вещества преобладают у тех или иных видов?
в) Какие преобразования веществ наблюдаются в зимний период в побегах? Каково значение этих преобразований?

Определение жаростойкости растений (по Ф.Ф. Мацкову)

Жаростойкость – способность растений противостоять высоким температурам.
Цель работы. Ознакомиться с изменениями, которые происходят в растении под воздействием высоких температур, а также методикой определения жаростойкости.
Материалы и оборудование: 1. Листья комнатных растений. 2. Соляная кислота в концентрации 0,2 Н. 3. Водяная баня. 4. Термометр. 5. Пинцет. 6. Чашки Петри (5 шт.). 7. Стакан с водой.
Метод основан на том, что при повреждении клеток увеличивается проницаемость. При свободном проникновении в клетки кислоты происходит преобразование хлорофилла в феофетин, вследствие чего мертвые клетки буреют.
Порядок работы.
1. Нагреть воду в водяной бане до +400С.
2. Погрузить в нее по 5 листьев изучаемых растений и выдержать их в воде в течении 30 мин., поддерживая температуру +400С.
3. Взять по одному листу каждого вида, поместить в чашку с холодной водой.
4. Поднять температуру в водяной бане до 500С. Через 10 мин. Взять еще по одному листу и поместить в новую чашку с холодной водой.
5. Довести постепенно температуру до 800С, и так же с увеличением температуры на 100 брать новые листья и переносить их в новые чашки Петри с холодной водой.
6. Заменить воду в чашках Петри 0,2 Н раствором соляной кислоты и через 20 минут учесть степень повреждения по появлению бурых пятен (отметить знаком «-» отсутствия побурения, знаком «+++» сплошное побурение, «+» - слабое, «++» - более 50% площади листа побуревшей). Данные записать в таблицу 21.
Таблица 21 - Действие температуры на состояние листа

Объект

Степень повреждения при температуре:


+400С
+500С
+600С
+700С
+800С


1. Сделать выводы.
2. Ответить на вопрос какие изменения происходят в растении под влиянием высоких температур?

СПИСОК РЕКОМЕНДУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

3 Веретенников, А.В. Практикум по физиологии древесных растений [Текст]: учеб. пособие / А. В. Веретенников. – Воронеж: Изд. ВГУ, 1993. – 159 с.
4 Веретенников, А.В. Физиология растений [Текст]: учеб. для вузов по направлению "Лесное дело", специальностям 250201 "Лесное хоз-во", 250203 "Садово-парковое и ландшафт. стр-во" / А. В. Веретенников ; Воронеж. гос. лесотехн. акад. - 3-е изд. - М.: Акад. Проект, 2006. - 479 с.
5 Кузнецов, В.В. Физиология растений [Текст] : учеб. для вузов по направлениям подгот. бакалавров и магистров "Агрохимия и агропочвоведение", "Агрономия" и направлениям подгот. дипломир. специалистов "Агрохимия и агропочвоведение", "Агрономия" / В. В. Кузнецов, Г. А. Дмитриева. - 2-е изд., перераб. и доп. - М.: Высш. шк., 2006. - 742 с.
7 Практикум по физиологии растений [Текст] : учеб. пособие для пед. вузов / В. Б. Иванов [и др.] ; под ред. В.Б. Иванова. - 2-е изд., испр. - М.: Академия, 2004. - 140 с.
8 Пчелин, В.И. Дендрология [Текст]: учеб. Для вузов по направлению «Лесное хозяйство и ландшафтное строительство» / В.И. Пчелин: Мар. гос. Техн.ун-т. - Йошкар-Ола, 2007. - 519с.
9 Самошкин, Е.Н. Физиология растений. Структура органелл, функции и физиологические процессы в клетке [Текст]: учеб. пособие [для вузов] по дисциплине "Физиология растений" по направлению подгот. дипломир. специалистов 656200 "Лесное хоз-во и ландшафт. стр-во" / Е. Н. Самошкин, В. Ф. Рий ; Брян. гос. инженер.-технол. акад. - Брянск, 2004. - 119 с.
10 Физиология растений [Текст] : учеб. для вузов по биол. специальностям и направлению 510600 "Биология" / Н. Д. Алехина [и др.] ; под. ред. И.П. Ермакова. - 2-е изд., испр. - М. : Академия, 2007. - 635 с.
11 Якушкина, Н.И. Физиология растений [Текст]: учеб. для вузов по специальности 032400 "Биология" / Н. И. Якушкина, Е. Ю. Бахтенко. - М. : Владос, 2005. - 463 с.

Глазун Игорь Николаевич

Адамович Игорь Юрьевич








Методические указания к лабораторным занятиям по физиологии растений для студентов II курса ЛХФ, обучающихся по направлению 656200 – Лесное хозяйство и ландшафтное строительство
















Лицензия НД № 14185 от 06.03.2001.г.
Формат 60х94 1/16 Тираж 40 экз. Печ. л. – 2.
Брянская государственная
инженерно-технологическая академия.
241037, г. Брянск, пр. Ст. Димитрова, 3,
редакционно-издательский отдел. Подразделение оперативной печати.

Подписано к печати 2010 г.








13 PAGE \* MERGEFORMAT 14615






13 EMBED Equation.3 1415

13 EMBED Equation.3 1415




Приложенные файлы

  • doc 15789520
    Размер файла: 355 kB Загрузок: 0

Добавить комментарий